基因编辑技术范文

基因编辑技术范文第1篇

在一项生命科学的前沿技术上，中国科学家成了“第一个吃螃蟹的人”，不过这项“创举”没能获得认可，反而迎来了国际生物学界的巨大争议。

5月18日，美国国家科学院和美国国家医学院（下称“两院”）宣布，将发起一项重要倡议，为编辑人类基因组的研究制定指导性规范。

“两院”提议在今年秋季召开一次国际峰会，同时建立一个工作组，来研究涉及生殖细胞编辑的伦理、法律、社会和科学议题。

就在这项倡议之前，4月底，美国国立卫生研究院主任弗朗西斯・柯林斯发表声明，表态研究院不会资助任何人类胚胎基因编辑的研究。

让几家美国国家研究机构大动干戈的缘由，来自4月18日中国中山大学副教授黄军就团队的一项最新研究进展。

当天，黄军就带领的研究小组在学术期刊《蛋白质和细胞》上，报道了研究小组使用基因编辑技术改造人类胚胎的最新研究进展。

这被不少生物学界人士认为是逾越了基因研究的伦理和安全红线，在一些人的眼中，甚至和当年的克隆人一样，将引发“蝴蝶效应”，“打开人类灭亡的潘多拉魔盒”。

中国科学家做的这项研究，真的有如此巨大的能量？

论文“导火索”

实际上，黄军就研究小组使用的基因编辑技术――CRISPR/Cas9，并非中国团队独创，它主要是通过对生物体基因组的改变，来读取和改变遗传物质和编码信息。通俗一点的描述，就是把一小段基因剪切或替换掉。

与仍存在争议的转基因技术相比，基因编辑不涉及外源性基因，只是对生物体内源性基因的调控，所以更容易被人们接受。比如，在一些农作物的基因修复上，可以利用基因编辑技术，把一些遗传疾病出现的基因突变恢复正常，让农作物回到健康生长状态。

CRISPR/Cas9技术已经属于基因编辑的第三代技术，最近两年，这项技术也已被全球生物科学界大量深入研究和优化。不过，在黄军就小组的研究之前，还没有人公开把这项技术真正应用在人体胚胎上。这也是争议点所在。

事实上，未公开的研究也并非没有。在黄军就小组的研究之前，《麻省理工科技评论》报道了另一个还未来得及发表的研究项目：哈佛大学著名遗传学家乔治・丘奇的实验室中，博士后中国留学生杨璐菡正在对人类尚未成熟的胚胎进行基因编辑。

杨璐菡的研究主要针对乳腺癌的突变基因，希望能通过这一研究降低下一代女性的患病风险。但报道发表后，外界的舆论压力让她不得不停止了研究，也变得遥遥无期。

相比之下，黄军就研究小组看起来就“幸运”得多，他们的研究并没有遇到社会舆论以及伦理禁忌的压力，文章顺利发表在《蛋白质和细胞》上。最开始黄军就想把在《自然》和《科学》杂志上，但先后被拒绝。

《蛋白质与细胞》是新创不久的学术期刊，并不如《自然》和《科学》等期刊一样为人所熟知，不过，黄军就小组的研究文章发表后，质疑和批评声还是如洪水般汹涌而来。

这其中不乏一些生物学界和基因编辑领域的大师级人物。比如基因编辑技术的先驱弗奥多・乌诺夫以及CRISPR/Cas9技术的发明者之一詹妮弗・杜德娜就明确表态，应该禁止该技术应用于人类生殖细胞基因的改造。

伦理与监管

一些学者还将矛头指向刊登论文的《蛋白质和细胞》杂志，指责杂志的编辑没有对论文的发表进行同行评审，激进一点的批评，则认为杂志编辑极端不负责，这是在支持修改人类胚胎基因。

《蛋白质和细胞》期刊执行编辑张晓雪对于这些批评予以澄清，她说：“编辑部作出刊登这项研究的决定，不应该被看作是对类似尝试的一种认可或者鼓励。”

黄军就随后也对他们的研究作出进一步的说明，他认为自己团队的研究并没有跨越伦理红线，研究所使用的胚胎都是无法发育的废弃胚胎，而且研究的目的，也是为了找出这项技术的问题所在。

按照黄军就小组论文的描述，团队使用了86个胚胎细胞，48小时之后，只有28个胚胎拼接成功，而且还有胚胎出现了“脱靶”突变（影响到正常基因）。

在研究小组看来，这一研究结果向学界揭示了技术的不成熟，因此他们停止了实验，除非成功率接近100%。

但一些研究人员仍然担心，这篇论文会是个开始，更多的人会在对基因编辑技术的后果不明确的前提下，就启动更进一步的研究和实验，进而演变到制造变种人类的地步。

这也是所有担心的症结所在，技术本身的成熟只是时间问题，但应用的方向出现偏差，整个人类种族的未来就有可能陷入危机。

这些担心不无道理，不过，就像核技术等备受争议的技术一样，任何科学技术都有两面性，是否会被应用于对人类有害的领域，这已经明显超出科学家所能掌控的范畴。

《自然》杂志在随后发表的一篇文章中写道，改造人类胚胎基因组是一个复杂的问题。论文发与不发，都改变不了实验已经完成的事实。而任何关于人类胚胎的人为操作，总是会引起激烈争论，但争论的最终目的，应该是制定出明确的规范标准，让科研真正朝着有利于人类福祉的方向发展。

基因编辑技术范文第2篇

最近，河北科技大学副教授韩春雨的一项原创成果成为热点，这项成果对正在风头的基因编辑“明星”技术――CRISPR/Cas9，提出了挑战。

这一新技术立即引起国内外同行的关注，它适用于对人类细胞进行基因编辑。5月2日，顶级刊物《自然生物技术》（Nature Biotechnology）在线发表了韩春雨的论文。

不同于以核糖核酸（RNA）为向导的CRISPR/Cas9技术，新技术来源于格氏嗜盐碱杆菌，这种古细菌的Argonaute（NgAgo）是一种脱氧核糖核酸（DNA）介导的核酸内切酶。

不过，两种技术工作原理一样，即：当经过特别设计的向导DNA或RNA，将核酸内切酶带到靶向基因的特定区域后，核酸内切酶对这一区域进行切割，造成双DNA链断裂，最后，细胞再通过修复机制，对断裂进行修复，实现基因的敲除和插入等。

CRISPR/Cas9技术从2012年开始在研究领域迅速得到了广泛的应用。其局限性在于，一是向导RNA与靶DNA序列之间存在错配；二是Cas9系统需要一个符合一定特征的三碱基序列，这在一定程度上限制了其设计范围。

两年前，荷兰瓦赫宁恩大学的约翰・范德欧斯特研究组证明，嗜热细菌的Argonaute蛋白（TtAgo）可以有效地利用单链DNA作为向导，相对精确地切割基因组靶点。

基因编辑领域的很多同行得知范德欧斯特的这一发现后，非常兴奋，希望能将其发展成一个更简单、实用的基因编辑工具。然而，TtAgo的工作温度在65摄氏度-75摄氏度之间，无法在生理条件下（哺乳动物在37摄氏度左右）发挥功能，这就限制了其在生物体中的应用。

韩春雨在面对这一应用局限时，没有放弃。摆在他面前的有两条路，一是，通过改变该酶的构象，从而使其能在生理条件下工作；二是搜寻Argonaute的同源蛋白，找到能在较低温度发挥功能的同源蛋白。

韩春雨选择了后者。两个月后，韩春雨研究组顺利筛选到NgAgo。

后续的研究证明，与CRISPR/Cas9相比，NgAgo对向导序列―靶序列错配的容忍度很低，具有高特异低脱靶性。此外，基本不存在被其他非向导DNA误导脱靶的可能。

理论上，这一新技术还将基因编辑的精确性提高了1024倍（4的5次方）；并在一定程度上也拓宽了设计范围。

另外一个优点是，实验操作相对更加方便可控。向导单链DNA设计简单，且通过外源转染进细胞，其时间和剂量都可以非常精确地控制。而Cas9系统却难以精确地控制。

韩春雨团队对新成果信心满满，并吸取了CRISPR技术专利权之争的“教训”，在文章被接收的五个月之前（2015年12月）就向国家知识产权局提交了名为“以Argonaute核酸酶为核心的基因编辑技术”的发明专利申请。该申请在2016年4月通过审核并公布。

韩春雨团队在专利书中说，“利用本技术，有望实现高特异性和高效率的基因组靶向编辑。”

然而，面对“NgAgo或将取代CRISPR/Cas9技术”这种说法，上海南方模式生物科技发展有限公司技术顾问周效华持保守态度。他对《财经》分析，在过去三四年间，CRISPR/Cas9技术经过科学家不断地完善，已成为基因编辑领域一个重要而稳定的角色。NgAgo这个“新生儿”，则还需要更多的“磨炼”，才能被广泛应用于科研及临床治疗。

毕竟，NgAgo也并非完美无缺。以DNA为向导是NgAgo的优点，同时，也给它在生物医疗的应用带来了阻碍。在基因治疗中，向人体内引入外源DNA是很忌讳的。CRISPR/Cas9系统导入人体后不会在细胞中长期存在，而NgAgo的gDNA导入细胞后可能会被整合到基因组上，带来伦理问题。周效华称，这个障碍可能可以通过降低同源重组过程中插入序列的效率来克服。

此外，周效华认为，目前这个技术在生长分裂旺盛的干细胞中，可能发挥一定效率，而在基因治疗中则应用价值不高。

在未来的临床应用中，NgAgo面临着与CRISPR/Cas9相同的问题：如何提高同源重组的效率。

基因编辑技术范文第3篇

早在1987 年，CRISPR序列由日本科学家在大肠杆菌中发现[1]，但由于这段序列的功能无法确定，因此该发现一直未引起人们的注意，随后，研究人员研究发现这种间隔重复序列广泛存在于细菌和古细菌的基因组中，随着人们对该结构的逐渐了解，2002 年，这种结构被正式定义为CRISPR。2005 年，研究人员发现CRISPR的间隔序列可以识别并结合特定的噬菌体DNA 序列，从而使得CRISPR序列在获得性免疫中发挥作用。2008 年，Marraffini 等[2]发现细菌CRISPR 系统能够阻止外源质粒的转移，并首次利用实验验证了CRISPR 系统的功能，科学家们也由此揭开了研究CRISPR 系统作用机制的序幕。

1 CRISPR的结构与分类

CRISPR 作为一种特殊DNA 重复序列，主要由多段长度为25 50 bp 长度的高度保守重复序列和26 72 bp 长度的间隔序列串联而成。同一个CRISPR位点中的重复序列一般具有极高的保守性，5’端与3’端部分尤为保守，但在微生物种间甚至同一个基因组的不同CRISPR位点间却存在较大的差异。另外，不同的CRISPR位点，其包含的间隔序列的数量差别也很大，从几个到几百个不等。

CRISPR/Cas 系统大体上可以分为3大类型：Ⅰ型、Ⅱ型和Ⅲ型。其中，Ⅰ型和Ⅲ型在介导外源DNA 降解过程中需要多种Cas 蛋白来参与反应，形成的切割复合体结构复杂，Ⅱ型系统组分则较为简单，只需要一个Cas9 蛋白来切割DNA 双链。一个简易的Ⅱ型CRISPR/Cas 系统必定要含有gRNA 和Cas9，Cas9 蛋白具有改造crRNA 和破坏双链DNA 的双重功能，位于gRNA 5' 端的20 bp左右的碱基决定CRISPR/Cas9 系统在应用时Cas9核酸酶特异性切割的位点，主要负责决定CRISPR/Cas9 系统的特异性。目前以Ⅱ型CRISPR 系统为基础的CRISPR/Cas9 系统在基因组编辑中有较为广泛的应用。

2 CRISPR/Cas9的作用机理

CRISPR/Cas9 基因组编辑技术的基本原理为，将tracrRNA： crRNA 设计为引导RNA（gRNA），gRNA 包含位于5’端靶DNA 的互补序列以及位于3’端tracrRNA： crRNA 的似序列，利用靶DNA 的互补序列来定位需要编辑的位点，利用该类似序列与Cas9进行结合。该技术仅设计引导RNA 即可实现对含有PAM 序列的任一靶DNA序列进行插入、敲除与定点突变等修饰。由于设计操作简单、通用性好及编辑效率高等优势，CRISPR/Cas9 的基因编辑技术已成为TALEN 与ZFN之后的新一代基因组编辑技术。

另外，CRISPR/Cas9 系统还可以实现同时对多个不同靶DNA 序列进行编辑。利用CRISPR 位点自身的特点，设计对应不同靶DNA 序列的间隔序列，插入到重复序列之间，经过转录加工后会形成多个可定位于不同靶DNA 序列的双引导RNA，或者串联不同的sgRNA均可实现对哺乳动物细胞基因组的多个不同基因同时进行编辑。

3 CRISPR技术的应用

CRISPR/Cas9 系统作为新兴的基因编辑技术，目前已逐步在人类细胞、斑马鱼、小鼠、酵母、果蝇、细菌及水稻等作物中进行研究并报道。

在作物新品种培育和改造时，传统的转基因技术培育和改造新品种一般采用利用外源基因随机整合的方式，转基因表达的可控性较差。而CRISPR/Cas9 技术则可以进行定点修饰，达到高效定向。Shan 等用该技术敲掉了小麦的一个基因，得到了耐白粉病的小麦新品种。该团队还利用CRISPR/Cas9 技术定点突变了小麦和水稻两种作物的MLO 和PDS 等5 个基因。

在哺乳动物的研究方面，研究人员采用该技术建立基因打靶小鼠，结果证实，采用该技术不仅可以通过非同源末端连接途径实现对多个靶基因的定点敲除，还可以通过同源重组途径对多个靶基因进行靶向修饰。这些成果为其在生物工程、基础医学、医药学科等多种领域中的应用中提供了有力的基础。

4 展望

CRISPR/Cas9 作为细菌最为简单的Ⅱ型获得性免疫系统，被成功改造为继TALEN 与ZFN 之后新一代基因组编辑技术，为基因组的定向改造调控与应用等带来突破性革命，且相对于TALEN 和ZFN，CRISPR/Cas9有其独特的优势：（1）构建和设计方法简单快捷，成本低廉，适用于任何分子生物实验室；（2）用于基因组的点突变编辑效率优于ZFN和TALEN；（3）可同时实现多个基因的打靶。可见，CRISPR/Cas9 在基础理论研究、农牧渔业和临床治疗等领域必将有越来越广阔的应用前景。当然，目前关于CRISPR/Cas9 系统还有许多亟待解决的问题，相信随着人们逐步深入和全面的研究，CRISPR/Cas9 技术将会展现出其无比强大的生命力。

【参考文献】

[1]Ishino Y， Shinagawa H， Makino K， et al. Nucleotide sequence of the iap gene， responsible for alkaline phosphatase isozyme conversion in Escherichia coli， and identification of the gene product [J]. J Bacteriol， 1987， 169（12）：5429-5433.

基因编辑技术范文第4篇

[关键词] 药用植物； CRISPR/Cas9； 基因编辑技术

基因编辑技术在生物学研究中展现出了广阔的应用前景，已经成为基因改造和功能基因研究中不可或缺的技术手段，是一项可以与分子克隆、 PCR 等技术相媲美的技术突破[1]。由于CRISPR/Cas9系统具有强大的技术优势，一经报道便迅速成为分子生物学领域研究的热点，在推动基因治疗、基因功能研究、动物模型制造、农作物品种改良等领域发挥了巨大的作用。目前，该技术除了在细胞和动物水平展开应用之外，在多种模式植物及农作物的研究中也得到了广泛应用，例如拟南芥[2]、烟草[3]、水稻[4]、小麦[4]、玉米[5]、高粱[6]、番茄[7]、大豆[8]、甜橙[9]等。本文参考CRISPR/Cas9技术在其他领域中的研究方法和进展，展望其在药用植物功能基因组学研究、活性成分次生代谢及合成生物学研究、药用植物分子育种研究等方面的应用。

第一代基因组编辑系统锌指核酸酶[10]（Zincfinger nucleases，ZFNs）系统和第二代基因编辑系统类转录激活因子效应物核酸酶[11]（transcription activatorlike effector nucleases，TALENs）系统均是利用蛋白与 DNA 结合的方式靶向编辑特定的基因组位点，但由于二者组装复杂且成本高，其推广应用受到了一定的限制。近期韩春雨团队发明了一种最新的基因组编辑技术，即NgAgogDNA（Natronobacterium gregoryi argonauteguide DNA）技术[12]。NgAgo是一种DNA介导的核酸内切酶，初步研究表明该技术在靶基因选择广泛性和脱靶效率等方面较CRISPR/Cas9系统有一定的优势，但目前该技术仅在人类细胞中进行过试验，且在NgAgo蛋白的模块化程度、多位点编辑能力等方面还有待进一步考察。CRISPR/Cas[13] （clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPRassociated protein）系统，是继ZFNs和TALENs系统之后的第三代基因编辑系统，通过简单的核苷酸互补配对方式与特定的位点结合，即可实现对靶基因的编辑，其实验设计简单、操作简便、成本低，目前已经成为应用最为广泛的基因组编辑技术。

1.1 CRISPR/Cas系统的组成 CRISPR，即成簇规律间隔短回文重复序列（clustered regularly interspaced short palindromic repeats），由高度保守的重复序列和不同的间隔序列交替排列组成，间隔序列可特异性识别外源DNA。CRISPR/Cas广泛存在于古生菌和细菌中，属于获得性免疫系统，可以将入侵的噬菌体或质粒DNA特征片段整合到自己的基因组中成为间隔序列，形成记忆性免疫，当这些外源入侵者再次入侵时，系统就会自动行使特异性识别和剪切功能[1416]。CRISPR 基因座由crRNA（CRISPR RNA）与反式激活crRNA即tracrRNA（transactivating CRISPR RNA）复合物、Cas蛋白编码基因、前导序列（leader sequence）以及CRISPR序列组成，这些部件共同参与CRISPR/Cas系统的免疫防御功能[17]。

1.2 CRISPR/Cas系统的工作原理 CRISPR 系统分为 3 种类型，Ⅰ型和Ⅲ型系统均需多种Cas蛋白形成复合体才能行使切割功能[1819]，而Ⅱ型系统的特征性蛋白仅为1个Cas9蛋白，该蛋白具有加工产生crRNA和切割外源核酸的功能，Cas9 蛋白、crRNA 和tracrRNA三者共同作用即可对外源 DNA 进行靶向裂解[2021]。现在常用的CRISPR/Cas9系统即由Ⅱ型系统改造而来[22]（图1）。

当噬菌体或质粒DNA入侵宿主细胞时，Cas9 蛋白靶向并裂解噬菌体基因组中的原型间隔序列（protospacer），并将其整合到宿主基因组的 CRISPR 位点，然后将这些间隔序列转录成crRNA，在 Cas9蛋白的参与下，靶向切割入侵的噬菌体 DNA 序列，与此同时，重复序列截取噬菌体的某些 DN段形成CRISPR间隔序列，当同种噬菌体再次入侵时，间隔序列将会转录形成crRNA，这些 crRNA 与tracrRNA形成二级结构，与Cas9蛋白形成复合体，识别紧随原型间隔序列后的原型间隔序列毗邻基序（protospacer adjacent motif，PAM），Cas9蛋白的核酸酶结构域切割与 crRNA 互补的双链DNA形成DNA双链断裂（DSBs，DNA doublestrand breaks）。真核生物细胞内存在着2种DNA修复方式，可以主动修复DSBs。一种是非末端同源交连（NHEJ，nonhomologous endjoining），修复后的DNA双链经常出现个别碱基的缺失或插入，从而导致基因功能的改变；另一种是同源重组修复（HDR，homologydirected repair）方式，常引起碱基的替换。在自然条件下，同源重组修复出现的概率极低，因此细胞中DSBs的修复方式以NHEJ为主[23]，所以，经过CRISPR/Cas9系统编辑后的基因多导致基因功能的丧失。后来研究者们在深入了解CRISPR/Cas9系统的工作原理后，用一种含有发卡结构的sgRNA代替crRNAtracrRNA复合体系，并从链农杆菌S. pyogenes中得到Cas9蛋白编码序列，成功将这一技术简化到实验室研究中[22]。

1.3 CRISPR/Cas9基因编辑技术的优势 与其他基因编辑技术相比，CRISPR/Cas9技术具有显著的优势。主要体现在以下几点：①设计简单，适用范围广。只要靶基因序列中含有NGG的PAM位点[22]，即可将NGG上游20个碱基设计为sgRNA，靶向识别该序列，并在Cas9蛋白的切割作用下实现对靶基因的编辑。几乎所有的基因中都含有多个PAM序列，因此，CRISPR/Cas9系统能够对基因组中绝大多数基因进行编辑，而相比之下，ZFNs和TALENs系统对靶序列的限制较多，设计过程较为复杂，适用范围相对较小。②对植物基因组编辑的特异性较高。目前的研究成果表明，CRISPR/Cas9技术对大型复杂基因组，例如人类基因组等，进行编辑时存在较高的脱靶率，在小鼠和斑马鱼中存在较低的脱靶率[2425]，但在植物研究领域，除了在对六倍体植物小麦的基因组进行编辑时存在个别脱靶之外[26]，在其他植物，如拟南芥、烟草中均未发现脱靶现象[23]。③能够同时编辑多条基因。只要针对不同的基因设计不同的sgRNA，并将其与Cas9蛋白编码序列构建到同一个转化体系中，便可一次性实现对多个基因的改造，CRISPR/Cas9技术的应用大大提高了基因组编辑效率[27]。④能够获得无外源基因插入的转基因植物。传统的转基因技术往往会将筛选基因、报告基因等外源基因插入到植物基因组中，并且稳定遗传给后代，而CRISPR/Cas9系统的编辑位点和插入位点不同，外源基因可以在后代的分离过程中被去除，从而获得无外源基因插入的遗传改良品种，提高社会对转基因植物的接受程度。

2 展望CRISPR/Cas9 基因编辑技术在药用植物研究中的应用

2.1 药用植物功能基因组学研究 在生物学基础研究领域，CRISPR/Cas9系统可以实现基因的敲除、插入、定点替换、染色体重组和多基因敲除等，可以从反向遗传学的角度快速解析基因功能及基因间的相互作用。目前，大部分药用植物的遗传背景和与重要次生代谢产物积累相关的功能基因尚不明确，以往主要通过以大肠杆菌作为宿主细胞的原核表达和以酵母作为宿主细胞的真核表达的体外功能验证法，和以RNAi，VIGS过表达技术[2830]为主的体内功能验证法对基因的功能进行鉴定。然而上述3种体内功能验证法均是通过调控基因的表达量从而达到功能验证的目的，相较而言，CRISPR/Cas9技术从DNA水平上对基因进行编辑，可以从源头上阻止基因的完整表达，是体内验证基因功能强有力的工具。在植物研究领域，Christopher Brooks等[7]利用CRISPR/Cas9技术敲除了控制番茄叶片形态的SlAGO7基因，与野生型番茄宽阔平展的叶片相比，突变植株的叶片窄小甚至有些呈针状，从反向遗传学的角度证明了番茄SlAGO7基因的功能；Shan等[4]利用基因枪转化方法对水稻PDS和小麦MLO等基因实现了定点敲除，获得的纯合PDS基因敲除水稻突变体产生了矮化、白化的突变表型；地钱是研究陆生植物进化的模式植物，Sugano等[31]通过农杆菌共转化地钱壳孢子调控生长素正调控因子ARF1基因，经抗性筛选后在T1代中获得的突变植株对比野生型地钱显示出了明显的NAA抗性，而且这些突变可以通过无性生殖的方式实现稳定遗传。以上研究表明，CRISPR/Cas9技术已经成功在双子叶植物、单子叶植物和个别低等植物的研究中展开应用，并且能够很好地揭示基因功能，可以预见，该技术在药用植物功能基因研究方面具有巨大的应用潜力。

除了鉴定特定基因的功能以外，CRISPR/Cas9技术还可以与高通量测序结合进行功能基因组学研究。高通量测序技术可以在整个基因组、转录组或外显子组等范围内检测出基因或其转录产物的变化，筛选得到可能与某类功能相关的基因。在医学研究领域，Yuexin Z等[32]利用CRISPR/Cas9技术和高通量DNA测序技术建立了一种慢病毒聚焦型人源细胞文库，并开发出了一种基于sgRNA文库进行高通量功能基因筛查的新方法。这种研究思路同样适用于药用植物，如通过CRISPR/Cas9技术敲除某条代谢途径上的某个关键基因，将相应次生代谢产物积累发生显著变化的植株与野生型植株进行比较转录组学研究，分析差异基因，将为解析该代谢途径和深入挖掘途径上关键基因提供有效途径。

2.2 药用植物活性成分次生代谢及合成生物学研究 活性成分含量的积累一直是药用植物研究关注的重点，目前许多重要活性成分的获取仍然依赖于对原植物的提取，如果能够通过改造植株代谢网络达到使目标次生代谢物含量增加的目的，这将在一定程度上减少药用植物的采挖，促进资源的可持续发展。Keasling课题组利用CRISPR/Cas9技术对酿酒酵母工程菌进行了改造，通过提高MVA途径代谢流、降低甾醇代谢效率以及截断下游二萜类成分合成等方法，使突变菌株产生的甲羟戊酸含量比野生型菌株高出41倍[33]。按照这样的思路，利用CRISPR/Cas9技术可以对许多重要次生代谢产物的含量进行调控，例如敲除丹参酮生物合成旁路途径上的关键基因，使GGPP的代谢流向丹参酮类成分合成途径上转移等。

大肠杆菌和酿酒酵母等简单生物的遗传背景清楚、生长迅速、培养简单，是基因工程主要的受体菌，可以通过设计代谢途径和不同模块组成的生物元件来改变细胞的正常代谢，合成人们感兴趣的代谢物，比如中药药用活性成分。与其他药用活性成分的合成生物学研究相比，一些来源于药用植物的单体药物的生物合成受到了更广泛的关注[34]。近年来，中药活性成分的合成生物学研究取得了一定的成果，例如，伯克利分校Keasling课题组构建了高产青蒿酸的工程菌，与Amyris公司合作，使青蒿酸产量高达25 g・L-1，并经简单化学反应合成青蒿素[3536]；Dai等[37]获得了同时合成齐墩果酸、原人参二醇和原人参三醇的第一代“人参酵母”细胞工厂；Zhou等[38]通过“模块途径工程”策略在酿酒酵母中获得了高产的丹参酮类活性成分前体物质次丹参酮二烯。在异源生产过程中，工程菌的特性对产物的产量影响极大，由于药用活性成分的多样性，研究过程中往往要用到不同功能、不同特点的工程菌株，但传统的工程菌改造方法较为繁琐且耗时，并非每个实验人员都能轻松熟练地掌握，这在一定程度上给科研工作带来了不便。但新一代基因编辑技术CRISPR/Cas9诞生后，可以一次性对多个位点进行改造，操作过程简单、高效，具有分子生物学实验背景的研究者只需通过简单的学习便可掌握这一技术，由此可见，CRISPR/Cas9技术将为中药活性成分合成生物学的发展提供新方法。

2.3 药用植物的分子育种 在植物学研究领域，CRISPR/Cas9 技术可以实现定向育种，培育出高产、抗逆或一些有具有特殊应用价值的作物或菌种。与自然进化相比，通过基因编辑技术对控制植物关键性状的基因进行编辑能够大大加快选育良种的速度。传统的转基因技术只能将外源基因随机整合到植物基因组中，以此达到改造和培育新品种的目的，但在这个过程中，插入位点的随机性常常导致许多不利结果，如内源基因破坏、外源基因沉默等，因此，通过传统的转基因手段得到理想的转基因植株是一件耗时且繁杂的工作。然而，CRISPR/Cas9 技术可以实现基因组定点编辑，使植物的分子育种变得高效、定向。

Yanpeng W等[39]通过CRISPR/Cas9技术敲掉了六倍体植物小麦的TaMLO基因，获得了抗白粉病小麦新品种。尽管很多植物是异源多倍体，但CRISPR/Cas9系统可以同时编辑多条基因，因此该技术与其他基因编辑技术相比更简单高效。目前，运用于临床的中药材主要通过人工种植和野外采挖等方式获取，药用植物病虫害一直是药农的心腹大患，例如丹参的枯萎病、叶斑病，黄芩、当归、黄连的白粉病，人参、西洋参的水锈病等，是否可以学习农作物研究领域通过CRISPR/Cas9技术对某些药用植物病虫害开展基因防治值得思考。另一方面，一些药用植物在生长过程中会产生对人体有害的次生代谢产物，限制了其在临床中的应用，例如马兜铃科的关木通，由于代谢产生的马兜铃酸具有肾毒性，给许多长期服用龙胆泻肝丸的患者带来了肾功能损害。如果可以通过CRISPR/Cas9技术阻断相关有害成分的代谢通路，这也将是药用植物品种改良的一个新的研究策略。

自转基因植物问世30多年来，其生物安全性一直饱受争议。与传统的转基因技术不同，CRISPR/Cas9技术具有定点修饰功能，可以从后代中筛选出只有目标突变基因不含有Cas9蛋白和sgRNA表达载体的株系，这种突变株系不存在外源基因的污染，突变效果与植物自然发生的遗传变异无异，可大大提高人们对转基因植物的接受程度。Je Wook Woo等[40]通过将纯化过的Cas9蛋白和sgRNA分别导入拟南芥、烟草、莴苣和水稻的原生质体中，再将原生质体诱导成无外源基因插入的再生植株，突变效率高达46%。虽然药用植物的分子育种尚未开展，但随着基因编辑技术的不断完善和潜在危险性的不断降低，CRISPR/Cas9技术极有可能全面应用到药用植物的分子育种和品种改良研究中。

2.4 其他 CRISPR/Cas9系统除了用于简单高效的基因组定向编辑和基因组规模的功能筛选外，还可以用于内源基因的转录调控、表观遗传调控以及特定染色点的标记等。Cas9蛋白包含RuvC和 HNH 2个行使切割功能的结构域，二者分别负责切割一条DNA单链，若其中一个结构域发生突变，Cas9 将丧失双链切割功能而变成切口酶（nickase） ，即nCas9，只能切割双链DNA中的1条。nCas9与2条不同的sgRNA联用可大大提高基因编辑的特异性。因为只有2个sgRNA同时打靶时才能引起DSB，nCas9也可用于较大片段的置换，显著提高HDR的发生几率[41]。若同时突变RuvC和 HNH结构域，则Cas9成为dead Cas9（dCas9） ，内切酶活性丧失。dCas9能够在gRNA引导下定向结合到靶序列上，造成位阻效应阻碍RNA聚合酶复合体的结合，从而在不改变编码DNA序列的情况下抑制基因的转录，这就是CRISPR干扰（CRISPR interference，CRISPRi）[42]。传统的 RNAi 技术是对转录后的 mRNA 进行干扰，而CRISPRi能够在转录前期对基因的表达进行调控，通过靶向顺式作用原件、抑制反式作用因子结合的方式激活或抑制特定基因的表达，有助于基因启动子功能和其他基因调控模块的研究。Larson等[42]的研究表明CRISPRi对基因的转录调节具有非常高的特异性，表明CRISPRi在精确调节基因表达方面具有极大地潜力。此外，dCas9还可应用于生物表观遗传学研究中，可以定点添加或去除表观遗传标记，为研究表观遗传修饰在基因调控网络中的作用提供新的思路。在植物研究领域，诱导植株产生HDR一直是个难题，nCas9技术的产生也许可以帮助解决这个问题。同样，dCas9也有望用于药用植物的表观遗传研究中，以阐释药用植物的遗传背景和药材道地性。

3 讨论

相比分子生物学其他研究领域，药用植物分子研究的基础较为薄弱。近些年来，尽管在广大科研工作者的共同努力之下取得了较为丰硕的研究成果，但与模式植物和重要农作物烟草、拟南芥、水稻等的研究进展相比，药用植物的研究仍较落后。首先，药用植物遗传转化体系的建立不够完善，许多重要的药用植物由于难以建立起有效的遗传转化体系而无法开展转基因研究；目前转化体系建立的比较完善的药用植物只是凤毛麟角，如丹参等。其次，药用植物的基因组数据不够完整，绝大多数药用植物没有进行基因组测序，这使利用CRISPR/Cas9技术对药用植物基因组进行编辑存在一定的盲目性，无法估测其脱靶效率。但据报道，CRISPR/Cas9技术在植物中的脱靶效率较低，研究者们可以通过设计多个sgRNA靶向同一条基因，若不同突变位点出现的突变表型呈现一致性，即可证明基因的功能。此外，许多重要的次生代谢产物的生源合成途径尚不清晰，限制了该技术的进一步应用。最后，药用植物研究关注的重点大多是代谢途径上的关键基因，对其他细节方面，如启动子、增强子、抑制子的研究并不深入，药用植物的分子研究仍然存在一些盲区，这也在一定程度上限制了CRISPR/Cas9技术功能在药用植物研究中的充分发挥，如dCas9系统的靶向激活、抑制、表观修饰等功能。随着CRISPR/Cas9技术、药用植物分子生物学技术的发展和上述问题的解决，CRISPR/Cas9技术必将在药用植物研究领域中大放异彩。

[参考文献]

[1] 单奇伟， 高彩霞. 植物基因组编辑及衍生技术最新研究进展[J]. 遗传， 2015（10）：953.

[2] Li J F， Norville J E， Aach J， et al. Multiplex and homologous recombinationmediated genome editing in Arabidopsis and Nicotiana benthamiana using guide RNA and Cas9[J]. Nat Biotechnol， 2013， 31（8）：688.

[3] Nekrasov V， Staskawicz B， Weigel D， et al. Targeted mutagenesis in the model plant Nicotiana benthamiana using Cas9 RNAguided endonuclease[J]. Nat Biotechnol， 2013， 31（8）：691.

[4] Shan Q， Wang Y， Li J， et al. Genome editing in rice and wheat using the CRISPR/Cassystem[J]. Nat Protoc， 2014， 9（10）：2395.

[5] Zhen L， Kang Z， Chen K， et al. Targeted mutagenesis in Zea mays Using TALENs and the CRISPR/Cas System[J]. J Genet Genomics， 2014， 41（2）：63.

[6] Jiang W， Zhou H， Bi H， et al. Demonstration of CRISPR/Cas9/sgRNAmediated targeted gene modification in Arabidopsis， tobacco， sorghum and rice[J]. Nucleic Acids Res， 2013， 41（20）：e188.

[7] Brooks C， Nekrasov V， Lippman Z B， et al. Efficient gene editing in tomato in the first generation using the clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPRassociated 9 system[J].Plant Physiol， 2014， 166：1292.

[8] Sun X， Hu Z， Chen R， et al. Targeted mutagenesis in soybean using the CRISPRCas9 system[J]. Sci Rep， 2015， 5：10342.

[9] Jia H， Wang N. Targeted genome editing of sweet orange using Cas9/sgRNA[J]. PLoS ONE， 2014， 9（4）：E93806.

[10] Urnov F D， Rebar E J， Holmes M C， et al. Genome editing with engineered zinc finger nucleases[J]. Nat Rev Genet， 2010， 11（9）：636.

[11] Bedell V M， Ying W， Campbell J M， et al. In vivo genome editing using a highefficiency TALEN system[J]. Nature， 2012， 491（7422）：114.

[12] Feng G， Xiao Z S， Feng J， et al. DNAguided genome editing using the Natronobacterium gregoryi Argonaute[J]. Nat Biotechnol， 2016，doi：10.1038/nbt.3547.

[13] Philippe H， Rodolphe B. CRISPR/Cas， the immune system of bacteria and archaea[J]. Science， 2010， 327（5962）：167.

[14] Terns M P， Terns R M. CRISPRbased adaptive immune systems[J]. Curr Opin Microbiol， 2011， 14（3）：321.

[15] Blake W， Sternberg S H， Doudna J A. RNAguided genetic silencing systems in bacteria and archaea[J]. Nature， 2012， 482（7385）：331.

[16] Sorek R， Lawrence C M， Wiedenheft B. CRISPRmediated adaptive immune systems in bacteria and archaea[J].Annu Rev Biochem， 2012， 82（8）：237.

[17] Martin J， Fuguo J， Taylor D W， et al. Structures of Cas9 endonucleases reveal RNAmediated conformational activation[J]. Science， 2014， 343（6176）：1215.

[18] Tomas S， Giedrius G， Christophe F， et al. Cas3 is a singlestranded DNA nuclease and ATPdependent helicase in the CRISPR/Cas immune system[J]. Embo J， 2011， 30（7）：1335.

[19] Wang R， Gan P， Terns M P， et al. Interaction of the Cas6 Riboendonuclease with CRISPR RNAs： recognition and cleavage[J]. Structure， 2011， 19（2）：257.

[20] Elitza D， Krzysztof C， Sharma C M， et al. CRISPR RNA maturation by transencoded small RNA and host factor RNase Ⅲ[J]. Nature， 2011， 471（7340）：602.

[21] Giedrius G， Rodolphe B， Philippe H， et al. Cas9crRNA ribonucleoprotein complex mediates specific DNA cleavage for adaptive immunity in bacteria[J]. Proc Natl Acad Sci USA， 2012， 109（39）：E2579.

[22] Martin J， Krzysztof C， Ines F， et al. A programmable dualRNAguided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity[J]. Science， 2012， 337（6096）：816.

[23 ] Symington L S， Gautier J. Doublestrand break end resection and repair pathway choice[J]. Annu Rev Genet， 2011， 45：247.

[24] Wang H， Yang H， Shivalila C， et al. Onestep generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Casmediated genome engineering[J]. Cell， 2013， 153（4）：910.

[25] Hwang W Y， Fu Y， Reyon D， et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPRCas system[J]. Nat Biotechnol， 2013， 31（3）：227.

[26] Shan Q， Wang Y， Li J， et al. Targeted genome modification of crop plants using a CRISPRCas system.[J]. Nat Biotechnol， 2013， 31（8）：686.

[27] Xing H L， Dong L， Wang Z P， et al. A CRISPR/Cas9 toolkit for multiplex genome editing in plants[J]. BMC Plant Bio， 2014， 14（1）：1.

[28] BurchSmith T， Anderson J， Martin G K S. Applications and advantages of virusinduced gene silencing for gene function studies in plants[J]. J Phys Colloques， 2004， 39（5）：734.

[29] Cheng Q， Su P， Hu Y， et al. RNA interferencemediated repression of SmCPS（copalyldiphosphate synthase） expression in hairy roots of Salvia miltiorrhiza causes a decrease of tanshinones and sheds light on the functional role of SmCPS[J].Biotechnol Lett， 2014， 36（2）：363.

[30] Dai Z， Cui G， Zhou S F， et al. Cloning and characterization of a novel 3hydroxy3methylglutaryl coenzyme A reductase gene from Salvia miltiorrhiza involved in diterpenoid tanshinone accumulation[J]. J Plant Physiol， 2011， 168（2）：148.

[31] Sugano S S， Makoto S， Junpei T， et al. CRISPR/Cas9mediated targeted mutagenesis in the liver wort Marchantia polymorpha L.[J]. Plant Cell Physiol， 2014， 55（3）：475.

[32] Cai C， Huang Y， Zhou Y， et al. Highthroughput screening of a CRISPR/Cas9 library for functional genomics in human cells [J]. Nature， 2014， 509（7501）：487.

[33] Jakoiūnas T， Bonde I， Herrgrd M， et al. Multiplex metabolic pathway engineering using CRISPR/Cas9 in Saccharomyces cerevisiae[J]. Metab Eng， 2015， 28：213.

[34] 黄璐琦， 高伟， 周雍进. 合成生物学在中药资源可持续利用研究中的应用[J]. 药学学报， 2014， 49（1）：37.

[35] DaeKyun R， Paradise E M， Mario O， et al. Production of the antimalarial drug precursor artemisinic acid in engineered yeast[J]. Nature， 2006， 440（440）：940.

[36] Paddon C J， Westfall P J， Pitera D J， et al. Highlevel semisynthetic production of the potent antimalarial artemisinin[J]. Nature， 2013， 496（7446）：528.

[37] Dai Z， Wang B， Liu Y， et al. Producing aglycons of ginsenosides in bakers′ yeast[J]. Sci Rep， 2014， 4（4）：3698.

[38] Zhou Y J， Gao W，Rong Q X， et al. Modular pathway engineering of diterpenoid synthases and the mevalonic acid pathway for miltiradiene production[J]. J Am Chem Soc， 2012， 134（6）：3234.

[39] Wang Y， Cheng X， Shan Q， et al. Simultaneous editing of three homoeoalleles in hexaploid bread wheat confers heritable resistance to powdery mildew[J]. Nat Biotechnol， 2014， 32（9）：947.

[40] Woo J W， Kim J， Kwon S I， et al. DNAfree genome editing in plants with preassembled CRISPRCas9 ribonucleoproteins[J]. Nat Biotechnol， 2015， 33（11）：1162.

[41] Ran F A， Hsu P， Lin C Y， et al. Double nicking by RNAguided CRISPR Cas9 for enhanced genome editing specificity[J]. Cell， 2013， 154（6）：1380.

基因编辑技术范文第5篇

1.前言

在当今时代，对基因突变进行治疗，必须依靠基因编辑技术。CRISPR/Cas9基因编辑技术是继ZFN和TALEN技术之后迅速发展起来的第3代基因组编辑技术。该系统的核心由Cas9蛋白以及单链引导RNA（sgRNA）组成。CRISPR/Cas系统要发挥功能必须满足两个条件：一个是SgRNA与靶点DNA序列按照碱基互补原则配对；另一个是在与SgRNA配对的靶序列3'端必须紧跟PAM序列。CRISPR/Cas系统靶向新的靶点只需要合成新的SgRNA，操作简便，效率高，在基因编辑领域中被广泛应用。

2.实验目的

单纯孢疹病毒（HSV）的感染十分普遍，分为HSV-1和HSV-2，其中HSV-1是一种嗜神经病毒，主要引起生殖器以外的皮肤，粘膜和器官包括脑的感染。而HSV-1是一种DNA病毒，因此可以利用CRISPR Cas9尝试解决，从病毒的复制出发，剪切病毒DNA复制过程中的重要位点，可以达到抑制病毒复制的目的，这也为后来利用CRISPRCas9治疗其他更复杂危害性更大的病毒性疾病提供参考。

3.实验原理

3.1 CRISPRCAS/9原理

CRISPR/Cas9依赖于crRNA或sgRNA上的20个碱基的向导序列与目的DNA，以及PAM（NGG）序列决定切割位点的特异性。sgRNA的设计和选择是Crispr-Cas9技术的精髓，也是实验是否成功的关键一步。sgRNA决定了Cas9的靶向性和特异性[3]。对于目前广泛应用的土壤农杆菌系统来说：sgRNA序列的3‘端必须是NGG序列（例如：5′GTCACCTCCAATGACTAGGGNGG-3′），Cas9会在PAM序列5‘端大约3bp处对DNA序列进行切割。

3.2 sgRNA设计

3.2.1 设计原则

（1）对于sgRNA的长度，一般应为20nt左右；

（2）对于sgRNA序列的碱基组成，可选3'末端含GG的sgRNA，同时sgRNA种子序列尽量避免以4个以上的T结尾，GC%含量最佳为40%～60%；

（3）sgRNA的种子序列与脱靶位点的匹配数尽可能低。

另外SgRNA的活性与CRISPR系统的突变效率直接相关，所以在着手进行基因编辑前，设计并找到有活性的靶点至关重要，通常在设计特异性靶点后，需要进行体外细胞活性筛选，筛选出有效的靶点用于后续实验。

3.2.2 靶序列的选择

根据提供的物种、基因名称或者基因ID在NCBI中进行查找，找到该基因CDS区[4]，分析相应的基因组结构，明确CDS的外显子部分。按照基因本身的性质，选择候选的待敲除位点，确定待敲除位点。对于蛋白编码基因，如果该蛋白具重要结构功能域，可考虑将基因敲除位点设计在编码该结构域的外显子；如果不能确定基因产物性质，可选择将待敲除位点放在起始密码子ATG后的外显子上。确定待敲除位点后，选择23-至250bp的外显子序列输入到在线免费设计sgRNA的软件Input框中，然后进行设计运算，软件会自动输出sgRNA序列。

4.实验步骤

4.1 CDS区域的选择

HSV-1基因组为152kb的线性双链DNA，在宿主细胞核内以级联反应的方式表达病毒蛋白。根据基因表达时序的不同，HSV-1基因可分为立即早期基因（IE）、早期基因（E）、和晚期基因。立即早期基因转录出现在病毒的DNA复制之前，立即早期基因转录后，激活随后的早期基因和晚期基因，引起病毒的复制及感染。

其中，ICP27蛋白就属于立即早期基因编码的蛋白之一[5]，在HSV-1生命周期的IE期产生，主要调节病毒和宿主细胞mRNA的合成与成熟，敲除ICP27可阻断HSV-1病毒的复制，是HSV-1复制必需的高保守蛋白，而且与其他孢疹病毒的基因产物存在较高的同源性。因此我们决定将Crispr的靶序列定位在编码ICP27蛋白的编码区（CDS区域）。

我们通过NCBI网站查找ICP27的编码区

（1）首先通过查找HSV-1之后查找ICP27蛋白

（2）在出现的搜索结果中选择HSV-1的ICP27蛋白，然后查看该结果

（3）在出现的HSV-1的ICP27蛋白的信息中选择CDS，单击，然后点击右下角的FASTA，最终得到ICP27蛋白的CDS区的碱基序列，根据ICP27蛋白的CDS区的碱基序列设计sgRNA。

4.2 目标序列选取

运行http：//crispr.mit.edu/网址，将编码ICP27蛋白的CDS序列分段输入到在线免费设计sgRNA的软件Input框中，然后进行设计运算，软件会按照分数由高到低自动输出目标序列，从中选取分数最高，脱靶最少的目标序列进行设计。通过比较分析，选出了一条得分最高99分，脱靶最少为4的最佳目标序列，即GATACTCGACGCCGCTCGCCCGG

4.3 合成sgRNA序列，构建表达载体

4.3.1 表达载体的构建

我们的标记基因将选用EGFP（增强绿色荧光蛋白），选择基因选用Puro（嘌呤霉素），以此来构建载体，将合成的sgRNA序列导入到质粒中，进而导入到细胞中，进行验证。

5.结语

基因编辑技术范文第6篇

继2015年4月，中山大学研究人员利用基因组编辑技术除去了人类胚胎中的一个突变基因后，5月，全球知名期刊《自然》（Nature）称，美国国家科学院（NAS）和国家医学院（NAM）宣布，将推出重大的举措为人类基因组编辑技术制定指导准则。

基因组编辑技术，是近年科学界的明星技术，它实现了在生物体基因组水平上进行精确地敲除、插入或置换，意味着人类可按意愿改写DNA，也因此引发巨大的伦理道德争议。

核心技术门槛的降低，往往意味着某个行业即将迎来爆发期，比如智能手机的风起云涌。

此前，由于技术壁垒与监管成本高昂，转基因育种几乎垄断在以孟山都公司为首的几个大公司手中；而基因组编辑技术应用于种子培育，不仅少了几分改写人类DNA的顾忌，而且这一新的育种技术降低了准入门槛，使一些小公司、校办企业也有了进入的机会。

不过，转基因作物始终面临着严厉监管，同样作为基因工程，基因组编辑育种技术的产物，是否也面临一样的命运？如果改变监管策略，又需要如何调整？ 是不是转基因育种？

上述一连串的发问，其实指向同一个问题，基因组编辑育种是否应被视作转基因育种？

被看好的基因组编辑技术，主要有核酸酶 （ZFNs）、TALE核酸酶（TALENs），以及CRISPR/Cas系统，原理都是在DNA靶位点产生双链断裂，之后进行末端连接或同源重组，以修复损伤的DNA。

其中，CRISPR/Cas系统是最新的技术，它不像另外两种技术那样靠蛋白来识别目标，而是靠核糖核酸（RNA）来识别，操作更简捷，应用范围更大。

美国一家小公司Calyxt有一个新突破，它利用TALEN技术使土豆耐冷藏，并可减少烹饪时产生的致癌物质。技术原理是，通过降低土豆中天门冬酰胺和单糖的含量，不让切开的土豆变黑和减少高温烹饪时产生的致癌物质丙烯酰胺。

TALEN技术由TALE蛋白DNA结合域和核酸酶两部分融合而成，这相当于一场观察员寻找定位、狙击手攻击的游戏，TALE蛋白DNA结合域负责靶序列的特异性识别，而核酸酶负责靶位点的切割。

麦当劳等快餐企业的薯条供应商辛普洛特的转基因土豆，也于2014年11月得到美国农业部批准，它同样可以减少土豆擦伤变黑，并在烹饪过程中降低丙烯酰胺的产生。

两种土豆的品质类似，但区别在于，辛普洛特土豆嵌入了野生土豆中的基因片段，并采用RNA干扰技术让负责编码特定酶的基因不再表达，Calyxt土豆则只是剔除了土豆本身的基因，没有插入任何外源基因。

检测无法发现Calyxt土豆与传统土豆的差别，因为，基因组编辑技术无需引入外源基因，直接可在作物自身基因组上进行操作，与自然突变或物理、化学诱变的机理一样，因此，分子检测无法区分基因组编辑获得的植物突变体与常规突变体。而转基因育种时外源基因的嵌入位置有随机性，需要大量的筛选来获取目标性状。

这就是基因组编辑育种不同于转基因育种的重要原因。

那么，前者可以替代转基因育种吗？

基因组编辑技术至少现在还不能完全替代传统转基因技术，比如，因为Bt基因来源自细菌，基因组编辑尚无法实现在作物自身基因组上产生Bt基因。

日本茨城大学农学院教授刀川（Masashi Tachikawa）介绍，一部分人认为基因组编辑育种应按非转基因植物对待，其比转基因更天然，环境风险较小；另一部分认为基因组编辑对基因组重新配置，同时技术门槛的降低会加大环境风险，因此需要更加严格。站在中间路线的人则认为应保持现状，然后再逐步减轻或加强，而操作精准度增加并不会降低风险。 “我受监管吗？”

美国农业部认定Calyxt土豆不在转基因法规监管内。2014年8月28日，美国农业部动植物卫生检验局回复Calyxt公司咨询称，该土豆有别于传统的转基因作物，最终产品不含有任何外源的遗传物质，农业部对于转基因作物的管理条例不再适用，因此不受相关条文（即《生物技术监管协同框架》）管理。

自2011年7月至2014年11月，美国农业部动植物卫生检验局网站上已有25封来信咨询，均涉及同一个问题：“我受监管吗？”

早在四年前美国就《新兴技术监管和监督原则》强调，监管要遵循科学，定量和定性考虑效益与成本，如果没发现重大的监督问题，考虑不予监管。

美国农业部海外农业局新技术与生产方式办公室副处长彼得里（Mark Petry）对《财经》记者表示，在美国，基因组编辑产品是遵循个案分析的原则、以科学为基础进行的。与此同时，一些转基因产品被等同于常规育种产品对待。

彼得里透露，近期许多业内科学家建议，监管机制应该保持一贯性， 如果在无法区分基因组编辑产品与常规育种产品的情况下，两种产品应该等同对待。

此外，如果Calyxt土豆要出口，仅仅拿到美国农业部的许可远不是终点，各个国家的监管都需要协调。

6月上旬，由美国、英国、阿根廷、中国多个国家和地区的政府官员、科学家、产业人士参加的新育种技术交流活动接连在菲律宾和中国举行，其目的即是协调各个国家和地区的基因组编辑育种技术监管。

美国政府已经将一些产品的安全评价材料在网络上公开，以便各国参考。

欧盟的做法则有些费解，欧盟于1998年批准Mon 810转基因玉米、1998年批准了两个康乃馨生物技术品种后，没再批准新的栽培申请。如今主要的生物技术公司退出了欧盟，先正达公司停止在欧洲的基因工程项目，孟山都从欧盟撤走所有栽培档案。如果将基因组编辑育种技术纳入转基因育种范畴，那么这一技术在欧盟将又一次陷入绝境。

欧洲食品安全局（EFSA）转基因生物（GMO）小组成员约内斯（Huw D Jones）在北京上述交流活动中透露，欧盟正在考虑这一问题，2015年夏季之前完成转基因生物体定义的法律审查，秋季将提交最终草案给成员国评审，希望在年底之前发表涵盖现有新育种技术的指南。他本人表示，如果产品中不再有重组DNA，且基因组编辑无法与自然突变区分的话，那么不应纳入已定义的转基因育种范畴。

阿根廷的做法接近美国。阿根廷国家农业生物技术咨询委员会执行主任、农畜渔业部生物技术主任莱马（Martin Lema）介绍，只要最终产品不含外源基因，则不纳入转基因产品的监管范畴。

在日本，申请基因组编辑育种技术品种须在种植以及用于食品和饲料之前咨询主管部门，并请其裁决最终产品是否纳入监管。 中国的政策选择

中国并非旁观者。以中国科学院遗传与发育研究所研究员高彩霞等人为代表，中国已经在基因组编辑的小麦育种上做了出色的工作。

白粉病是小麦的世界性病害，小麦中的致病基因在其A、B、D基因组上各有一个拷贝。高彩霞与中国科学院微生物研究所研究员邱金龙合作利用TALEN技术，在六倍体小麦中对该基因的3个拷贝同时进行了突变，获得对白粉病具有广谱抗性的小麦材料。该研究结果于去年7月发表在权威生物技术期刊《自然-生物技术》在线版。

需要注意的是，这种抗白粉病小麦很难通过杂交育种获得，因为杂交育种利用的是自然突变产生的植株，而六倍体小麦很难发生3个拷贝同时突变。同样，传统转基因技术也不容易实现，因为转基因技术具有插入的随机性，做不到在特定基因上的插入，而六倍体的筛选工作量是无穷大的。

高彩霞还利用基因组编辑技术研发了一种带有香味的水稻。不过，这些成果都还没有应用在商业生产中，因为农业部尚未有明确说法。

中国在农业生物技术政策制定上是有深痛教训的。作为中国转基因法规的主要起草人之一，中国农业科学院植物保护研究所生物安全研究中心主任彭于发认为，目前看中国转基因政策采取的防守策略并不成功，亟须改进。

国务院颁发的《农业转基因生物安全管理条例》（下称《转基因管理条例》）于2001年5月。当时国内在该领域的研发相对落后，于是中国采取了一个防守策略，即设置高门槛，让国外产品进来时，额外增加很多程序。

结果出乎意料，按照彭于发的讲法就是，“外面的没挡住，里面的没起来”。以大豆为例，中国没挡住进口，自己的转基因大豆也没发展起来。因为设置高门槛后，没有一个中国的企业和研究院所能达到这样的高标准。

此外，还在客观上造成“能试（验）不能用，许吃不许种”现象，因为最后不允许种，投资者没有获得效益，至今只有大北农集团等少数企业开始作为。

对于基因组编辑育种技术，彭于发建议，其一，要避免“转基因”字眼引来的公众舆论压力，建议采用“精准育种技术”或“先进育种技术”概念；其二，因为检测不到外源基因，大量的新产品不应作为转基因产品来管理；其三，中国需要一个简化的合理程序。

也有不太乐观的看法存在。部分业内人士就认为，这一育种技术恐怕不能逃脱作为转基因的监管。按照《转基因管理条例》第一章第三条，“农业转基因生物是指利用基因工程技术改变基因组构成，用于农业生产或者农产品加工的动植物、微生物及其产品”，基因组编辑技术既然是在作物基因组水平上的遗传修饰，那么则属于基因工程，符合上述定义。

基因编辑技术范文第7篇

永久性治疗乳腺癌

现在，对于癌症的治疗有多种方法，例如，对于女性的乳腺癌可以在发现后进行手术、化疗、放疗和生物疗法。但是，从预防的角度看，与其患病后治疗，不如早期预防更有效。而早期的预防是通过健康的生活方式来实现的，如注重饮食均衡、不熬夜、不抽烟、不酗酒等。不过，对于携带有乳腺癌致癌基因的人来说，现在又有了一种新的防治癌症的选择，即提前切除可能患癌的靶器官，如和卵巢等。美国影视明星朱莉就是这么做的。

2011年，朱莉进行基因检测发现，她的体内携带有致癌基因BRCA1，医生认为，她患上乳腺癌的概率大约是87%，患卵巢癌的概率是50%。于是，2013年2月，朱莉决定将发病的可能性减到最小，进行了乳腺切除手术，并在切除乳腺后重塑。

切除乳腺后刚两年，朱莉又做出惊人之举。2015年3月24日，朱莉宣布，由于担心罹患卵巢癌，她再次接受手术，切除了卵巢和输卵管。在两年的时间内，这位只有39岁的女性为了防癌，先后切除了3种器官（、卵巢和输卵管）。这一治疗方式自然引发了专业人员和公众的热议和争论，在未出现症状和影响身体正常生理功能之前就切除部分器官，是否操之过急，是否值得？

当然，各执己见的人都不能说服对方，这实际上也成为今天癌症治疗的一种选择，提前进行治疗。不过，现在还有一种更有远见，也能从根本上去除致病基因的防治乳腺癌和卵巢癌的方法，即对胚胎或生殖细胞的致癌基因进行清除。显而易见，这样的方式更容易引发争议。

现在，正在美国哈佛大学乔治・丘奇教授的实验室中从事博士后研究的中国留学生杨璐菡等人进行的一项研究就是修改人类卵细胞遗传基因，以便永久性地防治乳腺癌和卵巢癌。杨璐菡等人利用目前最好的基因编辑技术，在实验室中修补卵巢细胞中导致乳腺癌和卵巢癌的BRAC1致癌基因。当这一基因被修正或清除，随着卵巢细胞逐渐成长为卵细胞，其中的BRAC1基因也会被修改或清除。于是，以这样的卵子孕育后代，以后就不会患乳腺癌和卵巢癌。

这一相关研究结果尚未公开发表。即便如此，杨璐菡等人的研究情况披露后也引起了争论。因为，对于修改人类卵子、和胚胎的基因在许多国家都存在争议，反对者认为，这些研究违背道德准则，在技术上也充满不确定性，风险太大。

面对争议，哈佛大学的丘奇教授强调说，杨璐菡等人在实验室中所做的研究完全是尝试性的。其中用到的卵巢细胞是在实验室里培养的，根本没有打算让卵细胞受精，更别提将其移植到一位女性体内了。

显然，修改卵子、和胚胎的基因目前还只是一种尝试，但未来这种尝试是否会成真呢？

修改动物胚胎的尝试

同样是利用基因编辑技术修改胚胎基因的研究也在尝试之中，而且获得了比较明显的成功。这种研究体现在两个方面：一是对动物胚胎进行修改，一是对人的胚胎进行修改。

云南中科灵长类生物医学重点实验室季维智、牛昱宇研究小组与南京医科大学、南京大学、中科院动物研究所合作，利用基因编辑技术对猕猴的3个基因进行剪接：一个是调节代谢的基因Ppar-γ；一个是调节免疫功能的基因Rag1；另一个是调节干细胞和性别决定的基因。

研究人员是在180多个单细胞期猴胚胎中同时靶向编辑这3个基因。在对15个胚胎的基因组DNA进行测序后，发现其中有8个胚胎显示出两个靶基因（Ppar-γ和Rag1）同时突变的迹象。随后研究人员把经过基因编辑的胚胎移植到代孕母猴体内，其中一个生出了一对孪生猴。检测这对孪生猴的基因组后发现，猴子体内的两个靶基因（Ppar-γ和Rag1）已经发生改变。

调节代谢的基因Ppar-γ和调节免疫功能的基因Rag1如果变异，将会产生种种生理变化或疾病，但需要等这种在胚胎期就修改了基因的猴子长大（3年）后才能证实，如此就意味着可以在胚胎期进行基因修改以预防疾病，比如修改可能引发帕金森病和囊性纤维变性的基因，以根治这些疾病。但是，这也仅仅是一种方向。

与此同时，美国马萨诸塞州博德研究所的研究人员证实，可以利用基因编辑技术修改小鼠胚胎或卵子的基因，他们已经修改了小鼠胚胎干细胞中的5个基因，这同样为在胚胎期根治疾病奠定了基础。

由于这类研究是在动物身上进行的，因而伦理争议较少。

修改人的胚胎

地中海贫血是一种遗传病，同样可以通过胚胎期的基因清除或修改来根治这类疾病，但是，目前这也只是一种尝试，而且引发了巨大争议。

地中海贫血又称海洋性贫血和珠蛋白生成障碍性贫血，是一组遗传性溶血性贫血。由于遗传基因缺陷致使血红蛋白中一种或一种以上珠蛋白链合成缺如或不足，从而导致贫血。由于基因缺陷的复杂性与多样性，缺乏的珠蛋白链类型、数量及临床症状变异性较大，因此地中海贫血分为α型、β型、δβ型和δ型4种，其中以β和α地中海贫血较为常见。

β地中海贫血（β珠蛋白生成障碍性贫血）在中国南方人群中比较常见，已知有100种以上的β基因突变，主要是由于基因的点突变，少数为基因缺失。现在，中国中山大学的黄军就研究团队试图通过修改胚胎中的β珠蛋白基因来根治这种遗传病。

研究人员利用基因编辑技术对86个人的废弃胚胎进行了改造，48小时后，对71个存活胚胎的54个进行检测发现，有28个胚胎的基因被切割，但是，只有4个胚胎包含设计的基因序列。这也意味着，只有4个胚胎被切除了导致β地中海贫血的基因。尽管这一技术尚不成熟，但这一研究表明，这是未来极有可能根除遗传病的一种全新的方法。

然而，这种对人胚胎的修改引发了极大争议，首先是黄军就等人的研究论文被英国的《自然》和美国的《科学》杂志拒绝，理由是存在伦理争议。后来，他们的研究论文在中国的期刊《蛋白质与细胞》上发表。后这一研究甚至招来批评。

可否修改人类胚胎或生殖细胞基因

利用基因编辑技术对胚胎或生殖细胞的基因进行修改不仅可以治疗多种疾病，最主要的是治疗遗传病，同时，基因编辑技术也可以用在更多的基因修改上，例如，可以修改决定皮肤、肌肉、神经、骨骼和内脏等细胞的基因，以帮助研究和治疗疾病，同时还可以修改控制人的身高、体重、肤色，甚至决定智商的基因，把人改造成超人。另外，改变了的基因也是可以遗传的，这就必然会引发巨大的社会问题。

在黄军就等人的研究发表后，美国国立卫生研究院（NIH）于2015年4月29日发表声明，重申禁止开展涉及编辑人类胚胎基因的研究。该院院长弗朗西斯・柯林斯在声明中阐述了美国国立卫生研究院一直秉持的反对资助此类研究的长期政策以及反对的伦理和法律理由。

基因编辑技术存在着很大风险，现在只是试验性的技术，既不完全，也不完美，因此，这样的技术可能伤害生命，不符合伦理原则。

现在，防止父母将遗传性疾病传递给孩子并非只有基因编辑的方法，还可以采用更成熟的试管婴儿技术，在体外培育胚胎，然后筛选掉含有缺陷基因的胚胎。因此，基因编辑不是让生命变得美好和正常的唯一技术，也不是非用不可的技术。国际医学科学组织理事会与世界卫生组织（WHO）颁布的《涉及人的生物医学研究国际伦理准则》规定了涉及人的生物医学研究需要遵守的21项准则（上期《换头术可行吗？》一文已对21项准则进行了详细介绍，此处不再赘述）。

从这些伦理规定来看，目前的基因编辑技术用于修改生命还不算是非做不可和对病人唯一有利。因此，显然不太符合伦理要求。黄军就等人也认为，要对正常的胚胎进行编辑和修改，成功率必须接近100%。由于目前该方法还很不成熟，中山大学研究团队也暂停了后续研究。

在法律上，美国1996年颁布的《迪基-韦克修正案》特别规定，禁止政府资助破坏人类胚胎或者为了研究目的培育人类胚胎的试验。但是，后来的法律修正案允许开展胚胎干细胞的研究。而且，美国前总统布什在任期间一直禁止联邦资金用于胚胎干细胞研究，但奥巴马上台后于2009年3月9日签署行政命令，解除这一禁令。

即便法律修正案解除禁止政府资助人类胚胎研究的禁令，美国的法律措辞也是指，对无法存活的人类胚胎进行研究也在禁止资助之列，因为胚胎的定义是任何源自“受精、单性生殖、克隆或任何其他方式”的产物。所以，在法律上，美国对于研究人类胚胎存在模棱两可的情况。

但是，英国对利用基因编辑技术修改人类胚胎或生殖细胞采取绝对禁止的态度，因为，管理者认为，这一技术用于治疗可能产生伦理影响之外，还涉及其他因素，比如，只是为了让孩子拥有某些优良的属性可能会带来严重后果。基因编辑技术只需对胚胎DNA进行较小的变动，就可以改变婴儿眼睛的颜色，或使孩子变得更强壮等等，这就有可能产生不止是治疗疾病的行动，而是让人趋之若鹜地改变自己后代的基因，以求后代生长得比别人更为强大和聪明，这无疑是天才论在遗传学中的实践。

但是，丘奇教授不认为基因编辑技术不成熟，因为研究人员没有使用最新的基因编辑技术，如果采用新的技术，黄军就等人的基因修改会更为准确，他们遇到的严重脱靶问题将可避免。而且，丘奇教授认为，杨璐菡和黄军就等人的研究目前虽然还不被人们广泛接受，但他们的论文的某些方面内容最终会被人们接受。

伦理和法律是随着时代的发展而变化的。1978年7月25日，世界上第一例试管婴儿诞生时，也被公众视为违反伦理。但随着越来越多的试管婴儿出生并健康成长，人们对试管婴儿的态度开始转变。试管婴儿之父爱德华兹也因此获得2010年诺贝尔生理学或医学奖。全世界大约有10%的夫妇遭受不育症的折磨，这一切都随着体外授精技术的问世而得到解决。

基因编辑技术范文第8篇

在美国、澳大利亚等国家的动物农场里，如果你仔细观察的话，就会发现许多牛的头部都会有两个伤疤，而原因在于，原先应该好好长在牛头上的犄角，已经全部被去除了。

因为当牛没有角后，才能防止农场工人或农场里的其他动物受到牛的袭击而受伤。在日常生活中，农场的主人经常要锯断牛的角，或者用烙铁和碱浆摧毁小牛头上刚长出来的“牛角芽”，阻止它们发展成具有伤害能力的大牛角。这个过程并不是在麻醉的情况下进行，可以预见，对牛来讲这是何其残忍和痛苦的事情。

解救动物的曙光

为了不让牛遭受那种痛苦，科学家最近研究出了一个新的方法――对牛的基因进行微小的调整，使它永远不会长出牛角，变成“无角牛”。这种基因调整，也称为基因编辑。

听到“基因编辑”这一词时，大家是不是会联想到转基因？其实基因编辑与转基因是存在本质区别的。

或许大家现在都比较熟悉“转基因”这个概念了。转基因过程是将其他物种的完整基因取下，安置到另一个物种的基因里。随着转基因食品投入市场，引起了各界人士的热议与争论，但这其中的安全问题无人知晓，尚待考究。

那么，什么是基因编辑？它是指仅仅对动、植物本身的基因进行调整，从而改变基因的表达性状的一种基因技术。最新研究发现，它在改善动物福利上发挥着重要作用，比如说“无角牛”，避免了牛遭受悲惨的除角过程。

改造出“无角牛”的技术，是由美国明尼苏达州一家公司研发出来的，称之为养殖牲畜的新技术，这种技术不同于常规的、涉及到“外来 DNA”的基因工程，只是对动物本身的基因进行修改。利用基因编辑可以使牛表现出无角的性状，但又不会影响牛身上其他的性状。据调查，这种可以消除牛犄角，却又不耗费精力和钱财的做法，受到饲养者的欢迎和追捧。

目前，科学家还确定牛的另外几个被编辑的基因，能够表达出性状。例如更活跃的汗腺，短的、颜色较浅的皮毛等，在温暖气候区，这些特质会使牛生活得更舒适。如今随着全球气候变暖，倘若牛的这些性状，能通过基因编辑成功获得表达，那么就不用担心牛由于天气过热而生病或死亡等状况了。

再举个例子，一些性成熟的雄性牲畜会散发一种特别难闻的气味，尤其是比较常见的公猪，而许多国家养殖场的标准做法是将它们，以杜绝所谓的“公猪膻味”。但是，猪在青春期阶段的生长速度非常快，而且性情暴躁，人们要时刻注意观察、掌控公猪的生长才能在准确的时间进行。分子遗传学专家认为，可以对公猪的基因进行改动，然后将含有残缺基因的育种出售给养殖者，让他们用于人工授精，那么就限制了下一代公猪的发展，中雄性激素会减少，公猪也就不会散发臭味，因此就没有它们的必要了，而这在常规育种中根本不可能实现。

在养殖业中的遇到另一个主要的问题是，经常要清除一些作用不大的、多余的动物。比如，奶牛必须是雌性的；而我们日常生活中食用的牛肉，首选是肌肉发达、脂肪含量少的雄性肉牛。因而，雄性的奶牛或雌性肉牛就会被大量屠宰，这两种肉类都不是人们最需要或最喜欢的，甚至大部分可能会被弃置。

相比于雌性奶牛、雄性肉牛，在农场主看来，这些“错误性别”的动物作用相对较小，所以必须要将它们屠宰或遗弃。可是，这就涉及到大家所关心、也存在争议的“农场动物福利”问题。因此，世界各地的研究组织，正在通过基因编辑技术，使人们能获得理想性别的牲畜后代。

疾病，请走开

此外，基因编辑等遗传技术还能帮助动物抵抗感染性疾病。比如獾这种野生动物，会将肺结核传播给家养牛，分子遗传学专家正在研究自然界中具有抗结核病牛的相关基因，假设能过编辑出抗结核病的牛基因，并投入实际应用，那么就可能结束野生动物对家养动物造成的病害传播。

另外，近几十年，世界各地曾爆发过多次禽流感、猪流感，比如说早前的甲型H1N1流感疫情蔓延至全球，这些变种的流感病毒损害人类的身心健康甚至造成人类死亡，因此，抗流感的鸡和猪等也在科学家的研究范围内，这可能有助于抑制造成人类流感疫情的新病毒株的出现。

2015年6月，英国动物研究所的布鲁斯・怀特劳教授和他的研究小组宣布了新诞生的编辑型猪基因，这种基因能够抵御具有高度传染性和致命性病毒的非洲猪瘟。这对养猪业来说是好消息，因为养猪业就不会受猪瘟影响而导致损失，对那些在超市买猪肉的人来说也是个好消息，因为保证了食用肉的安全。

所以，基因编辑不仅有利于保护动物，还能保卫人类健康安全。

改造型动物，你需要吗？

很显然地，任何基因工程技术如果使用不当，都会引发不好的后果。事实上，一些动物已经遭受不幸，也许你也曾经听过，比如，基因改造后的斗牛犬，因脸部肌肉极度扭曲而呼吸困难；基因改造后的鸡，它们的肌肉增长速度如此之快，导致身体严重畸形发展……看来，基因编辑生产出来的肉类要达到食用标准前，相关的研究工作还有很长一段路要走。

现在，虽然世界上大多数地区都允许种植或食用转基因的农作物，但是尚未有任一国家正式批准转基因的动物用于食品生产。即使像美国这样科技最先进的国家，仍然存在许多人反对转基因食品。一方面是因为生产转基因动物是非常困难和昂贵，另一关键的原因在于人们担忧转基因动物的安全性。

而对于基因编辑生产的农作物，科学家表示这种方法只是将理想的基因突变作为选择农作物的标准，碰巧运用了可取的突变而已――就像1万年以来，农民在育种过程中的有意识选择一样。但在基因编辑的动物方面，美国食品和药物管理局尚未确定对待方案，究竟是与基因编辑的农作物有同样的待遇，还是会和转基因动物一样，需要严格的提前审批，还在讨论之中。

怀特劳教授认为，基因编辑生产出的牲畜，是基因工程最有史以来最重要研究成果之一，它与转基因存在着本质区别，人们没有理由认为，基因编辑获得的无角牛的牛肉会有任何安全问题。这只是动物本身一个基因的微小变化，导致牛的无角性状而已。

现在我们知道了，基因编辑带来的潜在好处是巨大的，怀特劳教授坚信它会引发公众对“改造型动物”舆论和态度的转变。在未来的几十年，人们或许会允许它们出现在餐桌上。

基因编辑技术范文第9篇

目前的基因治疗常用的技术主要是向细胞中添加治疗用的DN段，产生的基因变化不会遗传给下一代，而且如果加入的DN段到达错误的位置，偶尔还会导致癌症发生。而利用CRISPR基因编辑技术，DNA就能被准确地添加到它该到的位置，即使有时候也会稍有偏差，但技术的发展会将误差降至最低。

此外，治疗一些疾病需要的是改变现有基因而不是添加新的基因。而基因编辑技术在这方面的能力可谓是得天独厚。一旦这一技术被认定是安全可靠的，那它就将被用来改变体内细胞以治疗许许多多的疾病。 专家想通过基因编辑技术来随心所欲地对人体的基因进行编辑或改造为时尚早，也存在着巨大的风险。

一些棘手的事都将交给基因编辑技术和即将进入人体的新DNA来完成。幸运的是，研究CRISPR疗法的生物学家们能够利用这数十年来传统基因疗法所采用的手段，而不用再走弯路。其中最常用的方法就是使用一种名为AAVs的无害病毒来携带新基因进入细胞。

利用AAVs病毒作为载体来携带CRISPR元件的技术早先被用于研究小鼠的大脑，可用这一技术来探查特定基因的作用。然而AAVs病毒只能携带大小为4700个碱基对的DN段，而CRISPR 元件CAS9蛋白基因就已经差不多是这么大了。也就是说，如果让现有的基因失效，那AAVs病毒刚刚够用;可如果想要AAVs病毒携带较大基因片段，就没有足够的空间同时容纳CAS9蛋白和其他基因，那它就没什么用处了。

针对AAVs病毒载体携带基因大小的问题已经有了好几种解决途径，例如，更小的符合CAS9标准的蛋白基因正在被测试是否适用。还有一种方法是将CAS9蛋白基因一分为二，分别由两个病毒携带，那每个病毒就都可以有更多的空间来携带其他的基因了，但这种方法的成功率并不高。

基因编辑技术范文第10篇

1987年，一个科学研究小组发现，在一个细菌基因的一端有一个奇怪的重复序列，一个DNA序列紧跟着几乎完全相同但以相反方向构造的序列。这一现象当时并未引起太多人的注意。过了10年，破译微生物基因组的生物学家开始经常发现这类令人费解的DNA重复模式，因为这种重复模式出现在超过40%的细菌和90%的古生菌中。这种DNA的重复序列就是基因编辑器CRISPR。即便如此，研究人员也并不理解基因编辑器的作用。

到了2005年，有3个研究小组发现，基因编辑器可能与微生物的免疫作用有关。其中一个研究小组是马里兰州贝塞斯达市美国国家生物技术信息中心的尤金·库宁和其同事。他们发现，基因编辑器能够整合入侵的噬菌体（一种病毒）的少量基因，从而可以参考入侵者的基因来识别和攻击入侵者，就像疫苗一样发挥作用。

具体作用是，细菌和古生菌占据入侵的噬菌体的部分DNA，然后将其作为核糖核酸（RNA）分子（能阻止外来DNA的匹配）的一个模板保存起来，就像真核细胞利用一个被称作核糖核酸干扰（RNAi）的系统来摧毁核糖核酸一样。简单地说，基因编辑器能模仿入侵者的基因以干扰入侵者的基因编码，从而抗击入侵者。

2007年，总部位于丹麦哥本哈根的食品添加剂公司——丹尼斯克公司（后被美国杜邦公司收购）的鲁道夫·巴兰格等人在研究中证明，他们通过添加或删除与噬菌体DNA相匹配的间隔区DNA，增强了嗜热链球菌对噬菌体攻击的抵抗力。也就是说，通过基因编辑器可以增强细菌防御噬菌体的能力。细菌借助基因编辑器而使自己具备一种有高度适应性的免疫系统，使得它们能击退来自某些噬菌体的多次进攻。

当然，基因编辑器更为现实的作用是能够为食品生产培育更强壮的菌株。因为乳品业通常依靠细菌（诸如嗜热链球菌）生产酸奶和乳酪，嗜热链球菌能将牛奶中的乳糖分解为有刺激性的乳酸。但是，噬菌体能攻击嗜热链球菌，从而让后者不能发挥作用，使得制造的酸奶或其他食物的质量或数量遭受严重损害。

到了2013年，研究人员对基因编辑器有了更多的了解，他们发现，基因编辑器似乎是一种精确的万能基因武器，可以用来删除、添加、激活或抑制其他生物体的目标基因，这些目标基因包括人、老鼠、斑马鱼、细菌、果蝇、酵母、线虫和农作物细胞内的基因，这也意味着基因编辑器是一种可以广泛使用的生物技术。

新生命的诞生

利用基因编辑器，研究人员可以更为迅速地改变或删除细胞中的多个基因，从而可以治疗一些遗传性疾病，例如亨廷顿病，甚至可以治疗艾滋病等现在无法治愈的疾病。当然，这一技术还以用来纠正体外受精胚胎的基因缺陷，如此，将可以创造新的健康生命。

现在，中国研究人员利用基因编辑器走在了创造新生命的前列。南京医科大学生殖医学国家重点实验室、云南省灵长类生物医药研究重点实验室和南京大学的研究团队利用基因编辑器，首次在全球创造和孕育了两只靶向基因编辑猴。创造靶向基因编辑猴的目的是建立猴子疾病模型。由于人与猴子有较大的相似性，因此可以用猴子来模拟人类，试验药物和治疗遗传病，从而降低以人做试验的风险。

基因编辑器可以对目标基因进行插入、删除或重写，类似编辑人员对文字进行编辑、删改和插入一样，是一种对物种基因进行编辑加工的过程，由此不仅可以改变基因的功能，而且能创造新的生命。

研究人员先是给猴胚胎细胞注射定制的核糖核酸，然后把基因编辑器中的一种编辑工具DNA切割酶Cas9引导至期望的基因突变位点，修改了3个基因。这3个基因分别是，调节代谢的基因Ppar-γ、调节免疫功能的基因Rag1和调节干细胞和性别决定的基因。研究人员在180多个单细胞期猴胚胎中同时靶向编辑了这3个基因，然后对15个胚胎的基因组进行测序，结果发现其中有8个胚胎显示出两个靶基因同时突变的证据。这两个基因就是调节代谢的基因和调节免疫功能的基因。

此后，研究人员将这种经过遗传修饰的胚胎转移到代孕母猴体内，其中一只母猴分娩出了一对孪生猴。对这对孪生猴的基因组进行检测后发现，它们的DNA中确实存在两个突变的靶基因。也因此把这两只猴称为靶向基因编辑猴。

当然，现在这两只猴子还处于幼年期，尚无法验证是否经过编辑的靶基因会产生作用，即是否会在猴子的代谢和免疫功能方面出现变化，而检验这些功能需要等到3年后猴子成年时才能观察到。

另一方面，人和动物的一些生理功能和病理表现并非只是一两个基因就能决定的，所以，在未来评估这种靶向基因编辑猴时，还要评估和观察其他基因是否起作用，而且要检测是否靶向基因编辑猴的所有细胞中都有这种经过编辑加工过的基因，如此才能全面地评价这种猴子的价值。

但不管怎样，靶向基因编辑猴的诞生也提供了改变和修饰基因以治疗疾病的一个新的方向。

其实，基因编辑器的原理比较明确，就是找到目标基因并干扰这种基因的表达，或让这种基因处于沉默状态，不能表达。

在基因干扰的研究上，研究人员早就有类似的发现。1990年，一个研究小组给矮牵牛花转入一种催生红色素的基因，希望这种转基因矮牵牛花变成鲜红色。但是，事与愿违，矮牵牛花不仅没变成鲜红色，反而完全褪色，花瓣变成了白色。这是为什么呢？

1998年美国科学家安德鲁·法尔和克雷格·梅洛揭开了其中的奥秘，原来是核糖核酸干扰造成的。核糖核酸过去被视为从DNA转录遗传信息的“二传手”，蛋白质是根据其转录的信息来生产的，所以它只是一个信使。但是，法尔和梅洛发现，核糖核酸在转录信息时，有时是忠实传递信息，但有时会打折扣，从而使特定基因开启、关闭、更活跃或更不活跃，最终影响到生物的体型、外表、颜色和发育等。正是由于产生了干扰，转入矮牵牛花的红色素基因沉默下来，不能表达，矮牵牛花就不会变成红色。为此，法尔和梅洛共同获得2006年的诺贝尔生理学或医学奖。

利用核糖核酸干扰可以让一些致病基因沉默，以治疗疾病，例如，核糖核酸干扰可治愈实验鼠的肝炎。但是，核糖核酸干扰是通过阻断信使核糖核酸（mRNA）来阻止蛋白质生成，这时DNA的信息已经转录到核糖核酸中了，这如同马已离厩，要进行特定的干扰，有时已经太晚。

但是，基因编辑器所进行的干扰则是在DNA的信息还未转录到核糖核酸之时，也就是说，是在马还未离厩时对目标马匹（目标基因）的干扰。

更有意义的是，基因编辑器也需要核糖核酸协同作用，因为它可以为编辑器中的切割酶Cas9导向（所以基因编辑器又称为CRISPR-Cas9系统），引导其在特异位点裂解完整基因组，这个特异位点就是目标基因的位点，从而修改、修复目标基因序列，或插入新的基因片段，以干扰目标基因。