Stathmin蛋白在肿瘤研究中的新进展

【中图分类号】R730.5【文献标识码】A【文章编号】1004-7484（2012）14-0064-02

Stathmin 蛋白又称癌蛋白18（ Op18） ， 是由149 个氨基酸构成的胞浆蛋白， 分子量为 20kD 由于其特有的微管解聚活性， 在细胞周期纺缍体的形成中起重要作用， 参与细胞周期调控 此外， Stathmin 蛋白可与细胞内多种蛋白激酶相互作用， 影响细胞的增殖 分化及移动等过程[1] 近来研究[2-4]发现， 在人类多种恶性肿瘤如白血病、宫颈癌、前列腺、肺癌、成骨肉瘤等存在 Stathmin 蛋白高表达， 抑制其表达可使细胞增殖受阻 Stathmin 基因有望成为肿瘤生物治疗的新靶点。

1 Stathmin 基因

Stathmin基因定位于人染色体1p35～36.1上[1]。这个区域是杂合性丢失或删除频率非常高的位点（特别是在肿瘤发生过程中）。该基因全长6.3kb， 由5个外显子和4个内含子组成[5]。翻译起始信号位于第二个外显子末端。

2 Stathmin 蛋白的分子结构和生物学活性

2.1 分子结构

Stathmin蛋白最初是从淋巴瘤中筛选出的特征性基因的表达产物。由牛大脑中提纯， 位于核周体。其家族成员包括Stathmin， SCGl0， SCLIP和RB3。上述四种蛋白在碳末端有高度的同源性，称为 Stathmin 样结构域。各种Stathmin样结构域具有共同的属性， 仅在活性上稍有差异。Stathmin蛋白是由149个氨基酸组成，分子量17 kD， pH5.5～6.2， 有两个不同的亚型 。在脊椎动物细胞中普遍存在，是一种高度保守的胞质磷酸蛋白[5]。Stathmin有 2 个区域：一个是N端的 “调节” 区域， 其16、 25、 38及63位点为4个丝氨酸（Serl6、 Ser25、 Ser38和Ser63）， 蛋白激酶作用于这些位点可以使Stathmin磷酸化； 另一个是C端的 “作用” 区域，存在一个螺旋结构以螺旋域的形式与其它蛋白相互作用，主要可以和微管的异源二聚体螯合形成紧密的T2S三聚体复合物从而调节微管蛋白的功能[5]。Stathmin 蛋白由于其在细胞周期有的微管解聚活性，在细胞的增殖与分化及肿瘤发生中有十分重要的作用细胞内外有多种细胞因子、癌基因及抑癌基因表达产物直接或间接与 Stathmin 作用引起细胞生物学改变[5]。已知多种细胞内激酶通过作用于其4个磷酸化位点而介导细胞对应激生长和分化因子的生物学反应 Stath-min 通过作用于在细胞分裂周期中起关键作用的微管蛋白、微管及纺锤体等细胞器来调节微管系统的动力学平衡进而控制细胞周期，改变细胞的增殖、分化等。Stathmin 通过两个方式促进微管解聚，一、通过直接与微管异源二聚体结合形成T2S 三聚体复合物对微管蛋白形成屏蔽作用，从而使微管失稳； 二、通过直接与微管正负极结合， 增加灾难事件频率的实现， 而且在负极的作用比在正极更强大。

2.2 蛋白与蛋白相互作用对Stathmin活性的调节。

2.2.1 Stat 3对stathmin的作用

Stat 3 （ signal transducer and activat or of tran2scri p ti on 3） 是细胞内参与信号转导和转录激活的重要成分。研究发现 ， stat 3异常增高的细胞可拮抗由 Stathmin诱发的微管解聚。而在 stat3基因敲除细胞 ， Stathmin水平的下调可部分逆转微管动力学的缺陷。在体外实验中，转染重组 stat3可逆转细胞内 Stathmin的微管解聚活性。因此 ， stat3可能通过结合 Stathmin与微管相互作用的区域 ， 拮抗其微管解聚活性[6]。

2.2.2 PUMA对stathmin的作用

PUMA （ p53 up2regulated modulat or of apopt o2sis） 是一种可经线粒体途径快速诱导凋亡的蛋白，但其诱导凋亡的分子机理仍不清楚。对 PUMA敏感的结肠癌细胞的研究发现 ， PUMA过表达在诱导细胞发生凋亡的同时，通过蛋白酶的降解作用，下调 Stathmin的水平。说明 PUMA诱导凋亡的机制中包括了对 Stathmin的降解[7]。

2.2.3 Survivin 调控

有文献谈到构建 survivin 启动子驱动的stathmin siRNA 能抑制 stathmin 表达， 导致细胞G2 /M阻滞， 细胞凋亡明显增多[8]。p53 可以通过氨基末端负性调控 Survivin 启动子， 同抑制 Op18启动子一样下调 Survivin 表达[9]。

3Sta thm i n表达与恶性肿瘤的发生和发展

Stathmin蛋白在多种恶性肿瘤中有异常高表达引起了较多学者的关注 ，目前已经证实的肿瘤细胞系有白血病、神经胶质瘤、 淋巴瘤、 前列腺癌、 乳腺癌、 肺癌、 卵巢癌、 骨肉瘤及消化系统恶性肿瘤等。Stathmin高表达已成为乳腺癌的预测因子[10]。已有研究表明 ， Stathmin基因及其表达产物正成为一个极具吸引力的恶性肿瘤生物治疗新靶点。Stathmin基因高表达对维持白血病细胞的转化表型是至关重要的因素 ，通过应用反义核酸技术抑制 stathmin表达能消除白血病细胞表型的改变并能抑制白血病细胞在活体的致瘤特性[11]。虽然没有直接的证据表明 stathmin高表达与恶性肿瘤的转化直接相关 ，但可证明肿瘤细胞高增殖率却与它直接相关[12]。也有学者证明 stathmin基因表达水平与肺癌的分化程度成反比 ，即 stathmin基因表达水平越高 ，肺癌分化程度越低。同时 ，他们也认为 stathmin基因高表达可以作为诊断癌症的肿瘤标志物[13]。Sucharita J等[14]将腺病毒介导的抗 stathmin核酶转染前列腺肿瘤细胞后证实 stathmin基因表达明显下降 ，肿瘤细胞生长与增殖明显抑制，细胞分裂停滞在 G2 /M期 ，并且与它有明显的剂量依赖性。Stathmin表达受许多细胞因子的负性调节 ，如 p53、 p27等因子。Alli[15]等发现含有突变型 p53基因的人乳腺癌细胞系中 stathmin表达增加。Johnsen等[16]研究表明 p53基因可以诱导抑制癌细胞 stathmin表达和直接抑制 stathmin基因启动子的活性从而负性调节 stathmin基因促细胞有丝分裂和肿瘤细胞增殖功能。但有更多的研究表明在人类恶性肿瘤细胞中50%以上p53基因缺失或突变 ，因此恢复肿瘤细胞 p53基因功能也可逆转肿瘤的恶化[17]。p27对 stathmin的负性调节在于它能阻止stathmin与微管的分离从而干扰细胞间期微管功能 ，上调p27在癌细胞中的表达可以抑制 stathmin蛋白促肿瘤细胞分裂与增殖的功能[18]。

3.1 stathmin与宫颈癌

叶丽华等[19]应用免疫组化和Western blot 法检测 15 例正常宫颈组织，26 例宫颈上皮内瘤变组织和52 例宫颈癌组织中 Stathmin蛋白的表达。结果： 用免疫组化检测Stathmin 蛋白在正常宫颈组织、宫颈上皮内瘤变及宫颈癌的阳性表达率分别为 20. 00% 53. 85% 84. 62% 正常宫颈组分别与宫颈上皮内瘤变及宫颈癌组比较，差异均有统计学意义； 宫颈上皮内瘤变组与宫颈癌组比较，差异有统计学意义。Western blot 法检测显示，正常宫颈组分别与宫颈上皮内瘤变组 宫颈鳞癌组及宫颈腺癌组比较，差异亦均有统计学意义； 宫颈上皮内瘤变组分别与宫颈鳞癌组及宫颈腺癌组比较， 差异均有统计学意义 通过实验发现， 宫颈癌组织中Stathmin 蛋白高表达，其表达与宫颈癌的临床分期、组织分级、淋巴结转移显著相关， 而与宫颈癌病理类型及患者年龄无关。表明 Stathmin 参与了宫颈癌的发生发展过程，并与宫颈癌的生物学行为有关。Xi 等[20]研究表明，Stathmin 在宫颈癌中的表达率为 81.1%，其与宫颈癌的临床分期、组织分级、区域淋巴结转移及血源性转移有关 Stathmin 高表达与患者生存时间短、预后差密切相关。因此，Stathmin 可用以评价宫颈癌患者的预后，并可作为宫颈癌发生发展以及转移的标记物。高萍等[21]用 Ambion公司 P Silencer4.1CMV 构建针对 Stathmin 基因的siRNA 真核表达载体，以高表达Stathmin 基因的人宫颈癌 HeLa 细胞系为靶细胞，脂质体法转染 siRNA 表达载体，反转录聚合酶链反应分析转染细胞 Stathmin基因表达； MTT 试验观察 Stathmin siRNA 对 HeLa 的生长作用影响； 流式细胞仪分析细胞增殖周期的改变结果， Stathmin siRNA 可有效封闭 Stathmin 基因表达，且明显抑制了宫颈癌 HeLa 细胞的生长； HeLa细胞在 Stathmin siRNA 作用下，细胞分裂阻滞在分裂期的中期，并诱导细胞凋亡。研究显示，StathminsiRNA能有效地抑制肿瘤细胞的生长，StathminsiRNA对 HeLa 细胞的生长抑制作用可能与其诱导肿瘤细胞凋亡有关，这一现象是否与Stathmin 蛋白直接抑制凋亡作用有关，尚待进一步研究。以上研究提示，Stathmin 在宫颈癌的表达水平异常升高，其参与宫颈癌细胞的恶性增殖与转化过程，有望成为宫颈癌新的肿瘤标志物及宫颈癌基因治疗的新靶点。

3.2 Stathmin 与卵巢癌

Price 等[22]用定量 Northern blot 和免疫组化方法分析12例卵巢恶性肿瘤组织8例卵巢良性肿瘤组织和 10 例正常卵巢组织的样本，结果显示 Stathmin 在卵巢恶性肿瘤中高表达，表明 Stathmin 是卵巢组织增殖和分化的一个良好指标。Wei 等[23]用反转录聚合酶链反应和光密度法分析42 例卵巢癌患者的病理组织标本，结果显示所有卵巢癌组织中都有Stathmin 的表达，并且癌症发生转移的患者其组织标本中Stathmin 表达水平更高，发生

癌症转移的患者与未转移患者的组织标本中，Stathmin 表达差异有统计学意义 Log- rank 分析显示，Stathmin mRNA 表达水平与患者生存率相关 Stathmin mRNA 表达水平高者比 Stathmin mRNA 表达水平低者5 年生存率明显要低。石英等[24]：利用免疫组化和逆转录聚合酶链反应（RT-PCR）方法检测22例卵巢正常上皮组织，16例良性肿瘤和50例上皮性卵巢癌组织中Stathmin的表达。结果：上皮性卵巢癌中Stathmin mRNA的表达明显高于卵巢良性肿瘤（P

4 Sta thmin基因表达调节与作用于微管肿瘤化疗药物的关系

通过干扰微管解聚或聚合功能从而抑制细胞有丝分裂的药物目前已广泛应用于肿瘤的化疗。紫杉醇和长春碱是常用的两种肿瘤化疗药物 ，两种药物都能够通过影响微管的动态平衡 ，使细胞有丝分裂停止从而诱导肿瘤细胞凋亡。长春碱类药物能与细胞内微管结合 ，阻止微管蛋白聚合从而使细胞的有丝分裂停止。紫杉醇类药物的主要作用是通过促进微管聚合并稳定微管结构 ，阻抑微管解聚成亚单位 ，从而使微管排列异常而形成稳定的非功能性微管束 ，导致有丝分裂纺锤体形成障碍 ，使细胞有丝分裂停滞在 G2 /M期 ，最终促使细胞生长抑制和凋亡[25]。Alli等[15]发现微管的聚合状态能够影响其与化疗药物的结合 ，增加微管的聚合能增强紫杉醇与微管的结合 ，减少长春碱与微管的结合。Stathmin的高表达能干扰紫杉醇与微管的结合 ，降低了患者对紫杉类药物的敏感性；而增加长春碱类药物与微管的结合 ，增加肿瘤细胞对长春碱类药物的敏感性。因此干扰肿瘤细胞 stathmin基因的表达与紫杉醇类药物抗肿瘤特性为作用于同一通路上 （微管系统 ）的不同位点 ，在恶性肿瘤的生物治疗中有高效的协同作用。I ancu C等[26]研究表明抑制 stathmin基因表达能够增加癌细胞对紫杉醇类药物的敏感性 ，可以协同紫杉醇类药物对 K562红白血病肿瘤细胞的杀灭作用 ，减少紫杉醇类药物的用量 ，而与非微管作用药物如 5 -氟尿嘧啶和阿霉素仅有附加的相对较弱的增强效应。Sucharita J等[27]将腺病毒介导的抗 stathmin核酶注入人前列腺癌细胞裸鼠成瘤

模型的肿瘤中发现 70%肿瘤生长几乎完全停止 ， 30%肿瘤生长明显抑制 ，而对照组肿瘤在 6个月的观察期中却迅速生长。当其与紫杉醇同时瘤内注入后 ，肿瘤生长完全停止并且体积明显缩小。这也说明抑制肿瘤细胞 stathmin基因的表达与紫杉醇类药物有明显的协同抗癌效应。Stathmin基因 ，一方面有效干扰了肿瘤细胞增殖、 促进其凋亡 ，另一方面可以协同加强这类低剂量化疗药诱导肿瘤细胞的凋亡效应。这也为我们在临床肿瘤化疗治疗中减少有效化疗药物剂量 ，避免其化疗毒副反应提供了一个新策略。

5 展望与问题

综上所述 ，对多种肿瘤的研究结果均显示 ， stathmin的高表达参与了肿瘤的发生和发展 ，并在其中发挥了重要作用。它通过调节微管的解聚 ，促进细胞运动和肿瘤的侵袭；通过翻译后修饰、与 p53等相互作用的方式参与了肿瘤的发生和发展过程。目前 ，已经有研究者将 stathmin作为抗肿瘤治疗靶点的研究对象 ，构建核酶和 siRNA进行 RNA干扰治疗，或者联合化疗药物对肿瘤进行治疗。但stathmin 的调控涉及一个非常复杂的网络， 目前对stathmin 许多作用机制仍不是很清楚， 有待进一步探索，以便最终评估其作为潜在的肿瘤标志物和肿瘤药物靶点的可能性。而且当前stathmin在妇科肿瘤领域研究尚少，还有待于进一步探索。

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