辛伐他汀对人U251胶质瘤细胞增殖的影响

【摘要】目的探讨辛伐他汀对人U251胶质瘤细胞增殖的影响。 方法本实验分对照组和实验组，实验组的干预浓度分别0．2、1．0、2．0、4．0、8．0 μmol/L 5组，干预后培养24、48、72、96 h，采用MTT比色法和流式细胞仪检测不同浓度及不同时间辛伐他汀干预后人胶质瘤细胞增殖活性和细胞周期的变化。 结果辛伐他汀可明显降低人胶质瘤U251细胞活性，浓度到达1．0 μmol/L时抑制作用明显。并和时间、浓度呈正相关，和对照组相比差异有统计学意义（P

【关键词】辛伐他汀；胶质瘤细胞；增殖

胶质瘤是颅内最常见的肿瘤，极大危害着人们的健康，目前对胶质瘤的治疗以手术治疗为主，辅助放疗和化疗。由于肿瘤细胞增殖活跃，向周围组织的浸润，肿瘤的自身的血管生成等，其预后仍很差，尤其是WHOⅢ－Ⅳ的恶性胶质瘤。他丁类药物是HMG－CoA还原酶抑制剂，一种新型的降血脂药物，研究发现他丁类药物具有体外抗肿瘤的作用［1］。本实验通过辛伐他汀体外干预胶质瘤细胞增殖实验，探讨辛伐他汀体外对人U251胶质瘤增殖的影响。

1材料与方法

1．1材料人U251胶质瘤细胞株（中科院上海细胞库），辛伐他汀（杭州默沙东公司），甲基偶氮唑蓝（MTT）（Sigma公司），RPMI1640、0．25％胰蛋白酶（Gibico公司），DMSO（Ameresco公司），小牛血清（杭州四季青生物制品公司），超净台（苏州净化设备有限公司），CO2孵育箱（美国Thermo Electron 公司），倒置显微镜（日本奥林巴斯公司），流式细胞仪（美国贝克曼库尔特公司），全自动酶标仪（美国宝特公司）。

1．2实验分组实验分对照组和实验组，实验组的浓度分别为0．2、1．0、2．0、4．0、8．0 μmol/L 5组，

1．3MTT检测胶质瘤U251细胞的增殖活性取对数生长期的胶质瘤细胞，用10%血清RPMI1 640培养基调细胞浓度为1×107/L，均匀加入96孔培养板，每孔200 μl，培养18 h，弃上清液，加入10％血清RPMI1640培养基，同时加入不同辛伐他汀（终浓度0．5～8．0 μmol/L），对照组加入PBS定容到200 μl，每组设4个复孔。分别培养24、48、72、96 h后换无血清RPMI1 640培养基180 μl，同时加入MTT（5 mg/ml）20 μl，孵育4 h，倒出培养基，每孔加入DMSO150 μl，振荡10 min，在960型自动酶标仪上检测，490 nm波长测OD值，肿瘤细胞生长抑制率的计算：

1．5统计学处理所得计量数据采用均数±标准差（x±s），采用两样本均数间显著性比较，（P

2结果

2．1辛伐他汀对胶质瘤U251细胞增殖活性的影响

辛伐他汀干预48 h后， MTT法测定显示，辛伐他汀对人U251胶质瘤细胞的生长抑制呈明显的量-效关系见表1。

2．2流式细胞仪检测细胞周期的结果

当辛伐他汀的浓度在1．0 μmol/L以上时，可明显抑制人U251胶质瘤细胞从G1期进入S期。随辛伐他汀的浓度增加G0/G1期细胞明显增高。而S期细胞比、G2/M期细胞比及PI值逐渐降低，与正常对照组相比差异有统计学意义（P

3讨论

本实验采用不同剂量的辛伐他汀体外干预人U251胶质瘤细胞。用MTT检测该药物对肿瘤细胞抑制率情况，干预的辛伐他汀的浓度达到1．0 μmol/L后对肿瘤细胞的抑制作用明显增加，与对照组相比差异有统计学意义（P

胆固醇是构成细胞膜的主要成分，维持细胞完整及细胞内外信息交换的基本物质。然HMGCoA还原酶是胆固醇合成的限速酶，其活性的高低直接影响细胞内胆固醇合成的量。细胞在增殖过程中从G1期进入S期需要足量的甲羟戊酸，HMGCoA还原酶抑制剂能够使S期的细胞明显下降，出现G1期的细胞堆积［2］。抑制HMGCoA还原酶的活性可以降低甲羟戊酸的含量，进而抑制了细胞的增殖，最终导致细胞的活性降低［3］。

研究发现他丁类药物除了具有降低血脂之外，还有抗肿瘤的作用。Banke Agarwal等［4］用洛伐他丁和5-氟胞嘧啶体外诱导结肠癌细胞的实验，发现洛伐他丁和5-氟胞嘧啶诱导肿瘤细胞凋亡要明显优于对照组。其机制可能是通过抑制Ras蛋白超家族中的几个成员来抑制细胞的增殖。他丁类药物还可诱导人早幼粒白血病HL-60细胞的调亡［5］，此外，国内丁小云等［6］研究发现辛伐他汀可以抑制胃癌细胞的增殖，使G0期胃癌细胞较少的进入S期。研究发现颅内恶性肿瘤的转移由于失去了胆固醇的反馈抑制来调节胆固醇的合成导致肿瘤细胞内的胆固醇升高［7，8］。HMGCoA还原酶抑制剂可能通过抑制体内的ras蛋白超家族中的P21ras蛋白异戊二烯化，使其不能正常定位于细胞膜内表面发挥其正常的生物学功能，达到抑制细胞增殖的作用［9］。

参考文献

1Negre-Aminon P, Vliet AK, Erch M, etal. Inhibition of proliferation of human smooth muscle cells by various HMG-CoA reductase inhibitor: comparison with other human cell types.Bioch Biophy Acta,1997,1345(2):259-268.

2Dahl C, Dahl JCholesterol and cell function. In: Yeagle PL (ed) Biology of cholesterol. CRC, Boca Raton, 1988;pp 147-171.

3Prasanna P, Thibault A, Liu L, Samid D (1996) Lipid metabolism as a target for brain cancer therapy: synergistic activity of lovastatin and sodium phenylacetate against human glioma cells. Neurochem 66:710-716.

4Banke Agarwal, Sanjay Bhendwal,Balasz Halmos, Lovastatin augments apoptosis induced by chemotherapeutic agents in colon cancer cells. Clin Can Res,1999;(5): 2223~2229.

5Park WH, Lee YY, Kim ES, etal. Lavastatin-induced inhibition of HL-60 cell proliferation via cell cycle arrest and apoptosis.Anticancer Res.1999,19(4B):3133-3140.

6丁小云,李定国,陆汉明,等.辛伐他汀对胃癌细胞增殖的影响 .宁波医学,2000,12(8):353-355.

7Kikuchi T, Nagata Y, Abe TIn vitro and in vivo antiproliferative effects of simvastatin, an HMG-CoA reductase inhibitor, on human glioma cells. .J Neurooncol 1997;34:233-239.

8Langan TJ, Iimori Y, White G, Volpe JJRegulation of sterol synthesis and of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme a reductase by lipoproteins in glial cells in primary culture. .J Neurosci Res 1987; 17:361-366.

9Bouterfa H L, Sattelmyer V, Czub S, etal. Inhibiton of Ras fameslation by Lovastatin leads to downregulation of proliferation and migration in primary cultured human glioblastoma cells.Anticancer Res,2000,20(4):2761-2771．

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