泛素蛋白酶体途径在运动骨骼肌领域的研究进展

时间:2022-09-28 06:14:33

泛素蛋白酶体途径在运动骨骼肌领域的研究进展

摘 要:泛素蛋白酶体途径由泛素、蛋白泛素化相关酶、26S蛋白酶体等成分组成,通过高度有序的降解过程,将细胞内错误折叠、衰老、损伤、突变的蛋白和修饰酶等分解成小分子肽,维持胞内蛋白质水平。目前发现,一次运动可引起骨骼肌途径活性升高,而重复运动可以降低途径活性,其机制尚不明确,大致可通过不依赖途径的信号通路(FOXO,p38)和依赖途径的信号通路(MyoD,NF-κB)上调可诱导的途径成分(泛素、E2/E3、蛋白酶体亚基),激活途径,引起蛋白质降解,但还需要更进一步去证实。

关键词:泛素蛋白酶体途径;运动;骨骼肌;研究进展

中图分类号:G804.2

文献标识码:B

文章编号:1007-3612(2012)09-0085-07

The Progress of the Research on Ubiquitin-Proteasome Pathway of Skeletal Muscle in Movement

ZHU Rong

(School of Sports Science, Wenzhou Medical College, Wenzhou 325035,Zhejiang China)

Abstract: Components of ubiquitin-proteasome pathway (UPP) include ubiquitin, protein ubiquitination enzymes and 26S proteasome. The misfolding, aging, damage, mutation protein, and modification enzymes broke into small peptides through its highly ordered process, which maintain the intracellular protein level. The Activity of UPP could be increased in skeletal muscle after once exercise, but could be decreased after repetitive exercises. The mechanism is not clear. It could act via pathway independent signals (FOXO, p38) and pathway dependent signals (MyoD, NF-κB) to upregulate inducible pathway elements (ubiquitin, E2/E3 proteins and proteasome subunits), to active pathway, which cause protein degradation. But the detailed regulatory mechanism requires further study.

Key words:

ubiquitin-proteasome pathway; movement; skeletal muscle; research progress

骨骼肌是适应能力很强的器官,废用可以发生肌肉萎缩,增加运动可以使肌肉肥大,肌肉适应这种使用改变的最终结果依赖蛋白质合成和分解的平衡。蛋白质从头合成是一个比较缓慢的过程,而蛋白质降解速度不一,有的半衰期是几分钟,而有的却需要几天。研究表明,肌肉蛋白质降解可以通过四种途径来完成,溶酶体途径、calpain途径、caspase途径和泛素蛋白酶体途径。溶酶体途径主要负责降解膜蛋白和内吞的蛋白[1],在运动后一段时间组织蛋白酶高升,参与与肌肉损伤[2]。calpain和caspase途径能劈开肌原纤维,释放肌丝到胞浆中[3],启动肌纤维的降解,但不能降解蛋白质成氨基酸。而泛素蛋白酶体途径是基因和蛋白质功能的主要调节者和终结者,负责细胞内80%~90%的蛋白质周转,有着广泛的生物学意义,如细胞周期的调控、抗原递呈、免疫应答、细胞表面受体和离子通道的调控、DNA的修复等[4]。由calpain和caspase途径解离的肌丝,包括actin和myosin可以被泛素蛋白酶体途径降解[5],可见该途径在肌纤维蛋白分解代谢很重要。本文就泛素蛋白酶体途径的组成、作用机制、与运动骨骼肌蛋白降解间的关系作一综述,以利于运动骨骼肌蛋白质代谢的更深入研究。

1 泛素蛋白酶体途径的组成

泛素蛋白酶体介导的细胞蛋白质降解途径是一个复杂、缜密的过程。其组成成分包括泛素、蛋白泛素化相关的酶、降解泛素化蛋白的蛋白酶体,它们相互作用,共同完成细胞内蛋白降解,参与细胞进程。

1.1 泛素 泛素(ubiquitin,Ub)是76个氨基酸组成的8.5-kDa多肽,序列高度保守,呈紧密的球形结构,存在于细胞内或共价结合在各种胞浆、核及膜蛋白上。编码泛素的基因有两种,一种是核糖体蛋白上的泛素基因,编码融合蛋白,蛋白合成后,由泛素C末端水解酶切割掉融合蛋白;另一种是多聚泛素基因,形成的蛋白是由多个泛素单体首尾相连而形成的多聚泛素。不同生物体中多聚泛素基因的拷贝数以及不同拷贝的多聚泛素基因所包含的泛素基因单体数目相差很大。泛素通过第76个甘氨酸的α-羧端与底物蛋白赖氨酸的ε-氨基以共价键连接,多聚泛素链也以相似结构彼此相连接。一般情况下,至少要有4个泛素单体连成的多肽链才能激活26S蛋白酶体。发生在赖氨酸残基上的多聚泛素化是非常重要的,第48位赖氨酸和第29位赖氨酸泛素化是蛋白质降解的信号,前者引起26S蛋白酶体降解[6],后者则被送到溶酶体中降解[7]。蛋白单泛素化是一个重要的调节修饰,不引起蛋白质降解,主要负责内吞作用、病毒出芽、组蛋白和转录因子的调节等。例如,赖氨酸63位点的泛素化参与DNA修复、内吞、信号转导等功能的调节[8]。不管泛素以何种形式连接到底物上,其共同特点是需要ATP水解提供能量。

1.2 蛋白泛素化相关的酶

1.2.1 泛素活化酶 泛素活化酶(ubiquitin-activating enzyme,E1)是催化泛素结合底物蛋白所需要的第一个酶,存在于细胞浆和细胞核中,由两个亚基E1a (117 kDa) 和E1b (110 kDa) 组成,生物体(酵母、植物、人类)内高度保守。它不仅与泛素形成泛素-AMP中间物而激活泛素单体,还可直接催化第48位赖氨酸连接的多聚泛素化链的延长[9]。研究发现当缺乏酶E1时,可导致酵母死亡[10],可见E1在细胞生存中是非常重要的。

1.2.2 泛素结合酶 泛素结合酶(ubiquitin-conjugating enzyme,E2)将E1传递过来的泛素在活性位点半胱氨酸上以硫酯链相结合,发挥其载体功能,因此又被称为泛素载体蛋白,是泛素蛋白酶体途径底物特异性的第一个决定因子。不同的E2间约有35%的同源性。酿酒酵母基因组中,有13种基因编码 E2类的蛋白,起命名为Ubc家族;哺乳动物基因组中,至少有25种E2。所有E2拥都有一个保守的150个氨基酸左右(14~16 kDa)的核心结构域,其内含有与泛素结合所需的半胱氨酸残基[11]。E2还有N-或C-末端的延伸,这与识别泛素连接酶(ubiquitin-protein ligating enzyme,E3)和E2自身活性以及底物识别有关。E2与泛素结合力非常低,这有利于泛素转移到底物蛋白上去。E2可直接将泛素传递给底物蛋白的或另一泛素链的赖氨酸上,也可通过转硫醇作用将泛素转移到E3的半胱氨酸上。

1.2.3 泛素连接酶 E3负责底物蛋白选择性识别和促进泛素转移到底物蛋白上。酶E1只有1种或几种,E2有数十种,而E3有上千种,使蛋白泛素化更加高度专一,它是蛋白质泛素化过程的限速酶,其活动受到严格调节。根据E3亚基组成和作用机制,可分为两大家族[12]: HECT(homologous to E6-AP C-terminus,E6相关蛋白羧基端的类似物)型E3和RING finger 型E3。1)HECT型E3有个保守的半胱氨酸残基催化区域(HECT),呈L形,能催化泛素的硫酯键形成Ub-E3过渡复合物,再将泛素转移到底物蛋白上。2)RING finger 型E3有个由40~100个氨基酸组成的RING区域,该区域含有8个半胱氨酸、组氨酸以及两个螯合的锌离子保守环指结构序列,它含有相似的E2结合结构域,可作为桥梁直接将活化的泛素从E2转移到底物蛋白上,而不用形成多余的硫酯链。RING finger 型E3大部分是多分子的复合物,如SCF复合体、VHL-CBC复合体和APC复合体等,其中SCF复合体数量最多。

骨骼肌中存在两种特殊的E3,MuRF(Muscle RING Finger)和MAFbx(Muscle atrophy F-box protein,也称为Atrogin-1)。MuRF由3部分构成, RING finger结构(E3的活性区、B-box结构和卷曲螺旋结构;已知MuRF有三种类型:MuRF1,MuRF2,MuRF3。MuRF1与巨大的肌节蛋白titin结合,连接于其激酶区域,维持M线和粗肌丝完整性,Titin缺失激酶区和MuRF1连接区将导致小鼠肌节解体、肌无力[13];过表达MuRF1,又可引起titin与MuRF1的结合部分被破坏 [14]。MuRF1还与泛素相关修饰因子-3、转录因子、糖皮质激素受体元件结合蛋白-1、蛋白激酶C的受体等结合,参与肌细胞蛋白泛素化、信号转导、基因转录、分化、形态形成。研究表明,在去神经、损伤、关节固定、卧床休息、糖皮质激素治疗、脓毒症、癌症和衰老等引起的肌肉萎缩中,MuRF1表达上调,而缺失MuRF1基因的小鼠却能抵抗骨骼肌萎缩[15]。可见,MuRF1参与肌原纤维的结构维持和蛋白质周转,在肌肉质量控制中发挥重要作用。MuRF2作为微管、中间丝(包括desmin、vimentin、paranemin、synemin、cytokeration)、肌节M线的瞬间接头者,影响肌原纤维的形成[16];MuRF3主要负责微管的组装和分解,对肌肉的分化很重要[17]。MAFbx是典型的SCF型E3家族成员,肌肉萎缩MAFbx基因表达也上调。最近研究发现心肌中的神经钙蛋白是MAFbx的底物,MAFbx在心肌中过表达能阻止神经钙蛋白引起的心肌肥大[18]。另外,MAFbx参与转录因子MyoD(Myocyte differentiation factor,肌细胞分化因子)的分解[19],而这种转录因子在肌肉的发育和分化中非常重要。鉴于MuRF1、MAFbx在肌肉萎缩中的明显变化,将它们作为骨骼肌萎缩的标志物以及干预治疗的可能靶点是为之不过的。

1.2.4 去泛素化酶 在蛋白质被泛素化时,同样存在反向过程,即去泛素化,以调节蛋白质泛素化水平和泛素化蛋白质的降解。去泛素化酶主要有两大类: 泛素羧基末端水解酶家族( ubiquitin C-terminal hydrolases, UCHs)和泛素特异性修饰酶家族( ubiquitin- specific processing enzymes,UBPs)。一般来说,UCHs从泛素上移除加合物,恢复自由单体泛素,而UBPs是将从多聚泛素化蛋白上移除泛素。基因分析表明,在大多数生物体内编码UBPs的基因多于编码UCHs的基因。去泛素化酶能促进泛素前体转化成活性泛素分子,维持游离泛素的浓度;可以将底物蛋白的泛素化链修饰到能被26S蛋白酶体识别的长度,以调节泛素化蛋白的降解速度;将多聚的泛素分子拆散成单个泛素分子,以便重新利用和维持泛素蛋白酶体途径;能够识别并移除错误结合到底物蛋白质上的泛素分子,阻止该蛋白质的降解[20]。

1.3 26S蛋白酶体 26S蛋白酶体(26S proteasome)是一个巨大的胞浆蛋白酶复合物,约2.5MDa,占细胞内总蛋白质的1%左右。26S蛋白酶体由圆桶状的20S蛋白酶体和多种调节复合物组成,常见的有19S调节复合体,也称PA700。

19S调节复合体分为基底和盖子两部分。在ATP存在下,19S调节复合体结合到20S蛋白酶体一端或两端,盖子中去泛素化酶,将底物去泛素化,以利于进入20S蛋白酶体腔内;基底中与泛素化蛋白结合的酶与底物蛋白的多聚泛素结合,利用ATP酶活性,将底物蛋白扭转展开,进入20S蛋白酶体的狭隘孔隙[21]。

20S蛋白酶体是由两个α环和两个β环叠加在一起形成的筒状结构,两个α环在外侧,两个β环在内侧。真核生物的α环和β环各由7个不同的亚基组成,其基本结构可表示为α1~7/β1~7/β1~7/α1~7。α亚基比β亚基保守,在催化腔和细胞质之间形成选择性屏障,主要用于底物识别,而β亚基含有催化位点,负责底物降解,可以将19S调节复合体送来的底物蛋白降解成6~8个氨基酸长度的片断[22]。α环的中心在不工作时几乎是密闭的,这可以阻止蛋白穿过含有催化中心的β环内表面。大多数β亚基都有一个N端前导序列(N-terminal prosequence),这个保守性不高的肽段在20S装配过程中被切除,对引导真核生物20S蛋白酶体β亚基的正确折叠和β与α亚基的组装非常重要。20S蛋白酶体的催化部位含有多种蛋白酶活性:1)类糜蛋白酶活性,水解疏水性氨基酸的肽键,是限速酶;2)类胰蛋白酶活性,水解碱性氨基酸的肽键;3)谷氨酰水解酶活性,水解酸性氨基酸的肽键;4)支链氨基酸肽酶活性,水解支链氨基酸的肽键;5)中性氨基酸切割活性。研究表明各活性部位之间可以互相调节。已经知道,β5亚基具有类糜蛋白酶活性位点,β2具有类胰蛋白酶活性位点,β1具有谷氨酰水解酶活性位点[23]。

26S蛋白酶体还具有不依赖泛素化的水解功能[24]:1)切割大分子无活性蛋白前体,使之转变为活性形式。如转录因子NF-κB亚基P50的前体蛋白P105 c端部分被26S蛋白酶体降解后,残余的N端部分即成为有活性的P50;2)抗原提呈过程中,抗原分子被蛋白酶体降解为小的肽段,而后转运到内质网上与组织相容性复合体I类分子结合。蛋白酶体还与许多重要的生理功能密切联系,对它结构与功能的研究会有助于阐明机体的一些生理和病理机制。

2 泛素蛋白酶体途径作用机制

泛素蛋白酶体途径贯穿于整个细胞,涉及了众多的底物和体内反应过程。一个完整的蛋白质经泛素蛋白酶体途径降解可分成两个连续的步骤(图1):1)底物蛋白泛素化;2)泛素化蛋白的降解。

2.1 底物蛋白泛素化 泛素化调节细胞内蛋白质水平,与磷酸化一起参与着生物信号转导调控,但是泛素化的酶学机制要比磷酸化复杂得多,因为泛素化需要对信号进行识别,如一定的氨基酸序列、底物蛋白的磷酸化、接头蛋白的结合或由于断裂、氧化和衰老等引起的蛋白质损伤等。泛素化信号识别的同时,泛素被活化,进而底物蛋白泛素化,这一过程受前面所述E1、E2、E3催化作用高度调控。E1首先通过ATP依赖性反应将一个游离的泛素激活,活化的泛素随即被转到E2,而后在E3的催化作用下,活化的泛素与底物蛋白的赖氨酸残基共价结合,完成底物蛋白的泛素化。体内存在多种泛素化模式:单个泛素分子与相应底物上的单个赖氨酸残基结合,称为单泛素化;多个泛素分子与相应底物上的多个赖氨酸残基结合,称为复合的单泛素化;多个泛素分子以共价键相互连接形成聚泛素链后与底物上的单个赖氨酸残基结合,称为多聚泛素化。只有经过多聚泛素化的底物蛋白才能被蛋白酶体识别、降解。

2.2 泛素化蛋白在26S蛋白酶体中的降解 在ATP存在的情况下,19S调节复合物与20S蛋白酶体组装成有活性的26S蛋白酶体。调节复合物首先识别、结合泛素化蛋白,利用依赖ATP的酶打开折叠结构,改变构象,去除泛素,主动转运展开的蛋白到20S蛋白酶体。蛋白在20S蛋白酶体里以不依赖ATP的形式降解成小分子肽及氨基酸[26]。去除的泛素并不被降解而是重新进入泛素蛋白酶体途径。蛋白酶体对蛋白质的选择性降解,受到精确的调节,以避免水解扩大化引起的细胞损伤。这种调节可分为三个方面:1)20S自身的结构, 即中央腔内孤立的活性中心和环的狭窄人口,只允许完全伸展或线性化的蛋白质进入降解,有效地减少了胞内成分的非特异性降解;2)蛋白酶体自身所固有的调节性质以及各种细胞抑制因子可使它维持无活力状态;3)在真核生物中,19S复合物是20S蛋白酶体重要活化因子。

3 泛素蛋白酶体途径生物学功能

大量研究证实,泛素蛋白酶体途径是细胞内环境稳定的关键调节因素之一,在机体的许多生理功能中起了很重要的作用。如抗原递呈、细胞周期的调控、免疫应答和炎性反应、转录的调控、细胞对应激和细胞外效应剂的应答、细胞表面受体和离子通道的调控、DNA的修复、生理节奏的控制、发育和分化、凋亡肌肉萎缩等等[27],目前还不断有新的作用被发现。泛素蛋白酶体途径降解细胞内蛋白的机制,已成为近年来国内外研究的热点问题。

4 运动骨骼肌中泛素蛋白酶体途径活性变化及机制

4.1 一次运动对骨骼肌泛素蛋白酶体途径活性的影响 多数研究表明,各种类型的一次性运动都使泛素蛋白酶体途径活性增加。Thompson[28]发现一次损伤性离心运动后2 d,肱二头肌泛素蛋白含量比不运动的对照组增加了55%,同时泛素化蛋白也相似增加。Willoughby [29]让健康志愿者做离心伸膝运动,也发现运动后6、24 h,泛素、E2、20S蛋白酶体的mRNA水平、蛋白含量增加;运动后24、48 h肌四头肌DN断、肌纤维蛋白含量、肌力减少,疼痛增强,表明离心运动造成的肌纤维损伤,与泛素蛋白酶体途径活性激活、蛋白质降解增强有关。Sandri [30]让小鼠转轮一夜后,腓肠肌DNA断裂,泛素蛋白含量增加。Wakshlag[31]发现在狩猎季节高峰期,猎狗骨骼肌中泛素化蛋白、帽子调节亚基P31蛋白含量增加。Louis[32]也发现抗跑步后4 hMuRF-1、MAFbxmRNA含量增加分别是3.6倍和1.6倍。我们在大鼠一次大强度上坡跑运动后,也发现MuRF1、MAFbx、26S蛋白酶体C2 基因表达、泛素化蛋白浓度升高,26S蛋白酶体活性增强,骨骼肌收缩蛋白降解增强[33,34]。可见,向心运动同样增加途径中某些组分的表达。Reid[35]认为一次性运动中泛素蛋白酶体途径的反应是多相的和时间依赖的(图2)。最初的泛素化蛋白增加有利于运动刺激的信号转导;超过几小时至几天,因途径中重要成分基因表达的升高再次使泛素化蛋白增加,以调节后期蛋白质的降解。

4.2 重复运动对骨骼肌泛素蛋白酶体途径活性的影响 研究表明,重复运动有抑制泛素蛋白酶体途径活性的效果。Willoughby [29]让健康志愿者做两次离心伸膝运动,其中间隔3周,发现第二次运动后股四头肌肌力的减少、疼痛的增强,以及泛素、E2、20S蛋白酶体的蛋白、mRNA含量的增加都小于第一次;并且肌纤维蛋白含量不再减少。Mascher等[36]也发现第二次抗阻运动后24 h,青年男子肱二头肌MuRF1 mRNA含量比第一次降低30%,运动后48 hMAFbx mRNA含量也比第一次下降了30%。于是人们将运动训练或是运动训练结合营养补充应用于肌萎缩患者的治疗中,帮助康复和减少萎缩。例如,Suman[37]让烧伤儿童进行12周的康复训练,肌力和瘦体重明显比不运动恢复的患者有所改善。Hespel等[38]让废用性萎缩患者进行10周的康复训练并补充肌酸,发现股四头肌肌力比单纯康复训练恢复更快。Willoughby等[39]让脊髓损伤患者做12周被动腿部自行车运动进行康复,发现骨骼肌中MHC(myosin heavy chain,肌球蛋白重链)IIa、MHC IIx mRNA含量增加,同时泛素、E2和20S蛋白酶体的mRNA水平下降,说明长期运动可以降低泛素蛋白酶体途径活性,以利于改善肌萎缩状况。不过,Ordway[40]发现持续28 d的运动神经元刺激,大白兔胫骨前肌蛋白酶体、两个调节复合体19S、11S蛋白含量以及亚基C3 mRNA水平增加,认为蛋白酶体活性增加有利于清除代谢产物,保护胞质蛋白正常功能,并有助于肌肉的重塑和适应应激。

4.3 骨骼肌泛素蛋白酶体途径活性的调节机制 Reid[35]认为泛素蛋白酶体途径对肌肉使用改变的反应,随肌肉使用强度和持续时间的变化而变化。当刺激蛋白降解信号(ROS、激酶、磷酸酶)时,途径活性增加,蛋白质降解加强。途径活性的调节可通过不依赖途径的信号通路(FOXO,p38)和依赖途径的信号通路(MyoD,NF-κB)上调可诱导成分(泛素、E2/E3、蛋白酶体),改变活性(图3)。

4.3.1 不依赖泛素蛋白酶体途径的信号调节

4.3.1.1 FOXO对泛素蛋白酶体途径活性的调节 FOXO家族是转录调节因子,也是INS/IGF-1信号通路中的关键分子,对细胞增殖、细胞凋亡等生理过程具有重要调节作用。Sandri[41]发现肌萎缩中PI3K/AKT (磷脂酰肌醇-3-激酶/蛋白激酶B)途径减弱, FOXO转录因子激活,诱导MAFbx mRNA表达。一次抗阻运动后4 h,老年人股外侧肌MuRF1和FOXO3A的mRNA含量都增加[42]。跑步后,腓肠肌活检发现MuRF-1、MAFbx和FOXO3a的mRNA含量分别增加3.6倍、1.6倍 和 1.9倍[33]。而抑制FOXO3a的表达可阻碍MAFbx和MuRF1启动子的激活[43]。这些都说明运动时MuRF-1、MAFbx mRNA的表达受转录子FOXO3a的调节。

4.3.1.2 P38 MAPK对泛素蛋白酶体途径活性的调节 MAPK(mitogen-activated protein kinase),即丝裂原活化蛋白激酶,是细胞内的一类丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶,可将细胞外刺激信号转导至胞质内或胞核内,在基因表达调控和细胞质功能活动中发挥关键作用。目前发现多条并行的MAPK信号通路,其中ERK、JNK/SPAK、p38MAPK研究最多。研究表明,结扎大鼠左冠状动脉的心力衰竭模型中,心肌TNF-α增加,介导p38MAPK信号通路提高MuRF1、MAFbx mRNA表达[44]。尽管MAPK在肌肉蛋白质降解方面研究较少,但是,运动激活MAPK信号通路的事实大量存在,通过对它的研究或许能揭示胞质中蛋白质合成和降解上游信号的复杂关系。

4.3.2 依赖泛素蛋白酶体途径的信号调节 依赖途径的信号系统不仅调节该途径的活性,同时还受该途径活性调节,这使得泛素蛋白酶体途径的调控错综复杂。

4.3.2.1 MyoD与泛素蛋白酶体途径活性的调节 生肌转录因子MyoD是肌肉特异性的调节生长因子,与泛素蛋白酶体途径降解蛋白的作用相对立。MyoD为短寿命调节蛋白,受泛素蛋白酶体途径调节。DNA与 MyoD结合,能掩盖泛素化序列,稳定MyoD;然而当MyoD结合第二生肌调节因子Id1时,将抑制MyoD与DNA的相互作用,暴露泛素的识别位点,促进MyoD降解。MyoD泛素化发生在G1期,当丝氨酸200位点或赖氨酸1333位点磷酸化,前者将受cyclin E-Cdk2调节[45],后者受atrogin1/MAFbx调节[19]。肌肉的使用激活泛素蛋白酶体途径活性,使肌肉易缺失MyoD。MyoD净丢失又被MyoD基因表达上调而得以补偿,这可能是肌萎缩的反馈作用,促进肌萎缩的反相——生肌作用加强,以抵抗萎缩,维持肌肉蛋白质平衡。MyoD对泛素蛋白酶体途径影响的研究还见报道,但是两者一起共同作用,完成肌肉萎缩、重塑过程。

4.3.2.2 转录因子NF-κB对泛素蛋白酶体途径活性的调节 NF-κB是一类核转录因子,存在于每个细胞中,是许多信号途径的连锁点。其家族有五个成员(图2-8),包括p50、p52、Rel(p65)、RelB和C-Rel,但必须两种蛋白形成二聚体才能与DNA结合并调节基因转录,因此通常以同源或异源二聚体的形式存在,最常见的形式为p50/p65组成的二聚体。细胞在非刺激状态下,NF-κB与它的抑制物IκB蛋白结合,在哺乳动物内有7种,IκBα、IκBβ、IκBε、IκBγ、Bcl-3、p105、p100。这种未被激活的形式存在于细胞浆,当细胞受到损伤等刺激后,NF-κB被激活。例如激活IκBα激酶(IκK),可引起IκBα在32和36位点上丝氨酸磷酸化,引发IκBα多聚泛素化,并通过蛋白酶体降解。解离了IκB抑制因子,NF-κB才能转移进入核内,发挥它的调节功能[46]。研究表明,NF-κB是肌肉分解代谢的调节因子,在骨骼肌代谢调节中发挥一定作用。因为长期不负重使小鼠比目鱼肌萎缩,NF-κB活性提高[47]。进一步观察,发现肌细胞培养中加入TNF-α,可使NF-κB激活,UbcH2 转录加强,泛素结合能力增强[48],而抑制NF-kB的活性,可抑制C2C12肌管蛋白分解[49]。此外,NF-κB还能调节MuRF1、MAFbx、20S蛋白酶体亚基C3和Foxo3a基因的转录[50-52]。但是,Durham[53]发现离体小鼠膈肌体外10 min强直疲劳收缩,NF-κB活性降低;12 d无负重小鼠比目鱼肌NF-κB活性的增加可因疲劳运动而减少;青年男子蹬自行车疲劳运动后,股外侧肌运动即刻的NF-κB活性比运动前和运动后1 h低,认为疲劳运动降低NF-κB活性。不过,Ji [54]仍发现跑台力竭运动后大鼠腓肠肌NF-κB活性增加。这种不同的结果可能是因为研究对象、取样部位、运动方式不同,这需要更多的研究去验证。

5 小 结

综上所述,依赖ATP的泛素蛋白酶体途径是细胞内蛋白质降解的主要方式。骨骼肌蛋白质降解过程,泛素、MuRF1、MAFbx、蛋白酶体基因表达以及蛋白质的增加,表明途径在肌蛋白代谢中有着重要作用。由于航天失重、卧床休息以及疾病引起的代谢性消耗症等都会引起骨骼肌蛋白质减少,肌肉萎缩,影响正常生活,甚至威胁生命,这使得肌肉中泛素蛋白酶体途径变化机制成为研究热点,以期能改善疾病、恢复健康。但是运动中骨骼肌的细微结构变化、以及肌肉损伤是否也是由于途径激活造成的呢?已经知道病理过程中激素、细胞因子、氧化应激等因素变化可激活多个信号通路,改变途径活性,运动中也有这些变化的因素,借此深入研究,可能会揭示运动引起肌肉功能障碍、肌肉疲劳和肌肉损伤产生的原因,为肌肉重塑提供了分子理论基础,为疾病治疗和运动训练提供可能的调控措施。

参考文献:

[1]

Furuno K, Goldberg A L. The activation of protein degradation in muscle by Ca2+ or muscle injury does not involve a lysosomal mechanism. Biochem J, 1986, 237(3): 859-864.

[2] Fujita J,Tsujinaka T,Yano M, et al. Anti-interleukin-6 receptor antibody prevents muscle atrophy in colon-26 adenocarcinoma-bearing mice with modulation of lysosomal and ATP-ubiquitin-dependent proteolytic pathways. Int J Can, 1996,68:637-643.

[3] Mocciaro A, Rape M.Emerging regulatory mechanisms in ubiquitin-dependent cell cycle control.J. Cell Sci., Jan 2012; 125: 255- 263.

[4] Attaix D, Ventadour S, Codran A, et al. The ubiquitin- proteasome system and skeletal muscle wasting. Essays Biochem, 2005, 41: 173-186.

[5] Ventadour S, Attaix D.Mechanisms of skeletal muscle atrophy. Curr Opin Rheumatol, 2006, 18(6): 631-635.

[6] Aguilar RC, Wendland B.Ubiquitin: not just for proteasomes anymore. Curr Opin Cell Biol, 2003, 15(2): 184-190.

[7] Chastagner P, Israel A, Brou C. Itch/AIP4 mediates Deltex degradation through the formation of K29-linked polyubiquitin chains. EMBO Rep, 2006, 7(11): 1147-1153.

[8] Pickart CM. Mechanisms underlying ubiquitination. Annu Rev Biochem , 2001, 70: 503- 533.

[9] Huzil JT, Pannu R, Ptak C, et al. Direct Catalysis of Lysine 48-linked Polyubiquitin Chains by the Ubiquitin-activating Enzyme. J Biol Chem, 2007, 282(52): 37454-37460.

[10] McGrath JP, Jentsch S, Varshavsky A. UBA 1: an essential yeast gene encoding ubiquitin-activating enzyme. EMBO J, 1991, 10(1): 227-236.

[11] Sullivan ML, Vierstra RD. Cloning of a 16-kDa ubiquitin carrier protein from wheat and Arabidopsis thaliana. Identification of functional domains by in vitro mutagenesis. J Biol Chem, 1991, 266(35): 23878-23885.

[12] Yi JJ, Ehlers MD. Emerging Roles for Ubiquitin and Protein Degradation in Neuronal Function. Pharmacol Rev, 2007, 59: 14-39.

[13] Gotthardt M, Hammer RE, Hubner N, et al. Conditional expression of mutant M-line titins results in cardiomyopathy with altered sarcomere structure. J Biol Chem , 2003, 278(8): 6059-6065.

[14] McElhinny AS, Kakinuma K, Sorimachi H, et al. Muscle-specific RING finger-1 interacts with titin to regulate sarcomeric M-line and thick filament structure and may have nuclear functions via its interaction with glucocorticoid modulatory element binding protein-1. J Cell Biol , 2002, 157(1): 125-136.

[15] Bodine SC, Latres E, Baumhueter S, et al. Identification of Ubiquitin Ligases Required for Skeletal Muscle Atrophy. Science , 2001, 294(5547): 1704-1708.

[16] McElhinny AS, Perry CN, Witt CC, et al. Muscle-specific RING finger-2 (MURF-2) is important for microtubule, intermediate filament and sarcomeric M-line maintenance in striated muscle development. J Cell Sci , 2004, 117: 3175-3188.

[17] Gundersen GG, Khawaja S Bulinski JC. Generation of a stable, posttranslationally modified microtubule array is an early event in myogenic differentiation. J Cell Biol, 1989, 109: 2275-2288.

[18] Li HH, Kedar V, Zhang C, et al. Atrogin-l/musele atrophy F-box inhibits calcineurin-dependent cardiac hypertrophy by participating in an SC Fubiquitin ligase complex. J Clin Invest, 2004, 114(8): 1058-1071.

[19] Tintignac LA, Lagirand J, Batonnet S, et al. Degradation of MyoD Mediated by the SCF (MAFbx) Ubiquitin Ligase. J Biol Chem , 2005, 280(4): 2847-2856.

[20] Min Jae Lee, Byung-Hoon Lee, John Hanna, et al. Trimming of Ubiquitin Chains by Proteasome-associated Deubiquitinating Enzymes.Cell. Proteomics, May 2011; 10: R110.003871.

[21] Berndt C, Bech-Otschir D, Dubiel W, et al. Ubiquitin System: JAMMing in the Name of the Lid. Curr Biol , 2002, 12(23): R815-817.

[22] Herrmann J, Ciechanoverb A, Lermanc AO, et al. The ubiquitin-proteasome system in cardiovascular diseases—a hypothesis extended. Cardiovascular Research, 2004, 61(1):11-21.

[23] Zwickl P. The 20S proteasome. Curr Top Microbiol Immunol, 2002, 268:23-41.

[24] Palombella VJ, Rando OJ, Goldberg AL, et al. The ubiquitin-proteasome pathway is required for processing the NF-kappa B1 precursor protein and the activation of NF-kappa B. Cell , 1994, 78(5): 773-785.

[25] Guang Gao, Honglin Luo. The ubiquitin-proteasome pathway in viral infections. Can J Physiol Pharmacol, 2006, 84: 5-14.

[26] Glickman MH, Ciechanover A. The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction. Physiol Rev, 2002, 82(2): 373-428.

[27] Demasi M,Francisco R.M. Laurindo. Physiological and pathological role of the ubiquitin-proteasome system in the vascular smooth muscle cell. Cardiovasc Res , Jul 2012; 95: 183- 193.

[28] Thompson HS, Scordalis SP. Ubiquitin changes in human biceps muscle following exercise-induced damage. Biochem Biophys Res Commun, 1994, 204(3): 1193-1198.

[29] Willoughby DS, Taylor M, Taylor L. Glucocorticoid receptor and ubiquitin expression after repeated eccentric exercise. Med Sci Sports Exerc , 2003, 35(12): 2023-2031.

[30] Sandri M, Podhorska-Okolov M, Geromel V, et al. Exercise induces myonuclear ubiquitination and apoptosis in dystrophin-deficient muscle of mice. J Neuropathol Exp Neurol, 1997, 56(1): 45-57.

[31] Wakshlag JJ, Kallfelz FA, Barr SC, et al. Effects of exercise on canine skeletal muscle proteolysis: an investigation of the ubiquitin- proteasome pathway and other metabolic markers. Vet Ther , 2002, 3(3): 215-225.

[32] Louis E, Raue U, Yang Y, et al. Time course of proteolytic, cytokine, and myostatin gene expression after acute exercise in human skeletal muscle. J Appl Physiol , 2007, 103: 1744-1751.

[33] 朱荣, 马延超, 许寿生, 等. 一次大强度运动对骨骼肌3-MH含量和26蛋白酶体活性的影响[J] . 中国运动医学杂志, 2010, 29(3): 305-308.

[34] 朱荣, 马延超, 王瑞元. 一次大强度运动对骨骼肌泛素蛋白酶体途径基因表达及蛋白质降解的影响[J] . 中国运动医学杂志, 2012, 31(5): 414-419, 426.

[35] Reid MB.Response of the ubiquitin-proteasome pathway to changes in muscle activity. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol, 2005, 288: R1423-R1431.

[36] Mascher H, Tannerstedt J, Brink-Elfegoun T, et al. Repeated resistance exercise training induces different changes in mRNA expression of MAFbx and MuRF-1 in human skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2008, 294(1): E43-E51.

[37] Suman OE, Spies RJ, Celis MM, et al. Effects of a 12-wk resistance exercise program on skeletal muscle strength in children with burn injuries. J Appl Physiol , 2001, 91(3): 1168-1175.

[38] Hespel P, Op’t Eijnde B, Van Leemputte M, et al. Oral creatine supplementation facilitates the rehabilitation of disuse atrophy and alters the expression of muscle myogenic factors in humans. J Physiol , 2001, 536(2): 625-633.

[39] Willoughby DS, Priest JW, Jennings RA. Myosin heavy chain isoform and ubiquitin protease mRNA expression after passive leg cycling in persons with spinal cord injury. Arch Phys Med Rehabil , 2000, 81(2): 157-163.

[40] Ordway GA, Neufer PD, Chin ER, et al. Chronic contractile activity upregulates the proteasome system in rabbit skeletal muscle. J Appl Physiol , 2000, 88(3): 1134-1141.

[41] Sandri M, Sandri C, Cilbert A, et al . FOXO transcription factors induce the atrophy-related ubiquitin ligase atrogin-1 and cause skeletal muscle atrophy. Cell, 2004, 117(3): 399-412.

[42] Raue U, Slivka D, Jemiolo B, et al. Proteolytic gene expression differs at rest and after resistance exercise between young and old women. J Gerontol A Biol Sci Med Sci, 2007, 62(12): 1407-1412.

[43] Senf SM, Dodd SL, McClung JM, J, et al. Hsp70 overexpression inhibits NF-κB and FOXO3a transcriptional activities and prevents skeletal muscle atrophy. FASEB J, 2008,22(11): 3836-3845.

[44] Adams V, Linke A, Wisloff U, et al. Myocardial expression of Murf-1 and MAFbx after induction of chronic heart failure: Effect on myocardial contractility. Cardiovasc Res, 2007, 73(1): 120-129.

[45] Tintignac LA, Leibovitch MP, Kitzmann M, et al. Cyclin E-cdk2 phosphorylation promotes late G1-phase degradation of MyoD in muscle cells. Exp Cell Res, 2000, 259(1): 300-307.

[46] Schmukle AC,Walczak H. No one can whistle a symphony alone- how different ubiquitin linkages cooperate to orchestrate NF-B activity. J. Cell Sci., Feb 2012; 125: 549-559.

[47] Hunter RB, Stevenson E, Koncarevic A, et al. Activation of an alternative NF-kappaB pathway in skeletal muscle during disuse atrophy. FASEB J , 2002, 16: 529-538.

[48] Li YP, Lecker SH, Chen Y, et al. TNF-α increases ubiquitin-conjugating activity in skeletal muscle by up-regulating UbcH2/E2-20k. FASEB J, 2003, 17: 1048-1057.

[49] Li YP, Reid MB. NF- B mediates the protein loss induced by TNF-α in differentiated skeletal muscle myotubes. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol, 2000, 279(4): R1165-R1170.

[50] Du J, Mitch WE, Wang X. Glucocorticoids induce proteasome C3 subunit expression in L6 muscle cells by opposing the suppression of its transcription by NF- kappa B. J Biol Chem , 2000, 275(26): 19661-19666.

[51] Chen YW, Gregory CM, Scarborough MT, Shi R, Walter GA, Vandenborne K. Transcriptional pathways associated with skeletal muscle disuse atrophy in humans. Physiol Genomics, 2007, 31(3): 510-520.

[52] Judge AR, Koncarevic A, Hunter RB, et al. Role for IκBα, but not c-Rel, in skeletal muscle atrophy. Am J Physiol Cell Physiol , 2007, 292: C372-C382.

[53] Durham WJ, Li YP, Gerken E, et al. Fatiguing exercise reduces DNA-binding activity of NF- B in skeletal muscle nuclei. J Appl Physiol , 2004, 97(5): 1740-1745.

[54] Ji LL, Gomez-Cabrera MC, Steinhafel N, et al. Acute exercise activates nuclear factor (NF)-κB signaling pathway in skeletal muscle. FASEB J, 2004, 18: 1499-1506.

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